Die Bewertung der Empfindlichkeit von Proteus mirabilis gegenüber Ceftazidim und Ciprofloxacin und die Auswirkung dieser Antibiotika bei subinhibitorischen Konzentrationen auf Proteus mirabilis Biofilme
Abstract
Keime der Gattung Proteus werden häufig von Patienten isoliert, insbesondere aus den Harnwegen der katheterisierten Patienten. Die mit Biomaterialien assoziierten Infektionen sind aufgrund der bakteriziden Resistenz des Biofilms ein entscheidendes therapeutisches Hindernis. Ziel dieser Studie war es, die Empfindlichkeit der planktonischen Formen von P. mirabilis gegenüber Ciprofloxacin und Ceftazidim, die Fähigkeit zur Biofilmbildung und die Auswirkungen ausgewählter sub-MIC-Konzentrationen dieser Antibiotika auf den Biofilm in verschiedenen Stadien seiner Bildung zu untersuchen. Die Untersuchung umfasste 50 P. mirabilis-Stämme, die aus Wunden und den Harnwegen von Patienten des Universitätskrankenhauses Nr. 1 in Bydgoszcz isoliert wurden. Die Bewertung der Empfindlichkeit gegenüber Ciprofloxacin und Ceftazidim wurde mit Mikromethoden durchgeführt. Der Einfluss von sub-MIC-Konzentrationen der ausgewählten Antibiotika auf den Biofilm wurde mit der TTC-Methode gemessen. Die Resistenz gegen Ciprofloxacin wurde für 20 Stämme (40,0 %) bestätigt, gegen Ceftazidim für 32 (64,0 %) der getesteten P. mirabilis-Stämme. Alle getesteten Stämme bildeten einen Biofilm: 24,0% schwach, 26,0% mäßig und 50,0% stark. Es wurde festgestellt, dass Ciprofloxacin und Ceftazidim eine Eradikation des Biofilms bewirkten. Außerdem wurde der Zusammenhang zwischen Herkunft der Stämme, Biofilm-Reifegrad und Antibiotika-Resistenz nachgewiesen.
1. Einleitung
P. mirabilis ist der am dritthäufigsten isolierte Erreger (nach Escherichia coli und Klebsiella pneumoniae) von Harnwegsinfektionen . Es handelt sich meist um aufsteigende Infektionen, häufiger bei Patienten mit anatomischen oder physiologischen Fehlbildungen der Harnwege, sowie bei katheterisierten Patienten oder aufgrund von Fehlern in der medizinischen Versorgung.
Bakterien dieser Gattung können Infektionen der Atemwege, Wunden, Knochen, Gelenke, des Verdauungstraktes, aber auch Meningitis oder Bakteriämie verursachen.
Die therapeutischen Hindernisse bei der Behandlung von P. mirabilis können mit seiner Fähigkeit zur Biofilmbildung zusammenhängen. Biofilm ist eine Formation von kommunizierenden Mikroorganismen, die an bestimmten Oberflächen und an benachbarten Zellen anhaften und mit einer extrazellulären Matrix überzogen sind . Er kann aus einer oder mehreren Spezies bestehen. Biofilm wurde erstmals im 17. Jahrhundert von Antonie van Leeuwenhoek beschrieben, der Bakterien von Zahnplatten mit einem optischen Mikroskop beobachtete .
Die Fähigkeit zur Biofilmbildung begünstigt die Entstehung und Persistenz von Infektionen im Zusammenhang mit dem Einsatz von Biomaterialien wie Gefäß- und Blasenkathetern, Harnleiter- oder Prostatastents, Penis- und Hodenimplantaten sowie Herzklappen oder Luftröhrenprothesen.
Biofilm-bewohnende Bakterien zeigen im Vergleich zu ihren planktonischen Formen ein anderes Verhalten; außerdem verändern sie sich phänotypisch . Die unterschiedliche Empfindlichkeit der biofilmbildenden Zellen gegenüber Antibiotika im Vergleich zu ihren planktonischen Formen ist das Hauptproblem in der Therapie. Die Antibiotikaresistenz des Biofilms kann durch verschiedene koexistierende Mechanismen verursacht werden, wie z. B. Schleim und Glykokalyx, die die Verteilung von Antibiotika in die tieferen Schichten des Biofilms reduzieren. Diese Bakterien können auch ihre Transkription verändern und Gene aktivieren, die für die Antibiotikaresistenz verantwortlich sind. Durch die räumliche Nähe der Zellen wird die Übertragung von genetischer Information, auch zwischen verschiedenen Arten oder Gattungen, begünstigt. Diese Art von Information kann über Plasmide übertragen werden, die Virulenzfaktoren und die Mechanismen der Antibiotikaresistenz kodieren. Darüber hinaus haben biofilmbildende Zellen die Fähigkeit, mittels Quorum Sensing (QS) zu kommunizieren. Dies ermöglicht die Übertragung von Informationen, die mit der Resistenz gegen biozide Wirkstoffe und den Mechanismen ihrer Aktivierung verbunden sind.
Die Anwesenheit von Antibiotika in der Umgebung der Mikroorganismen kann zusätzlich deren Genotyp und Phänotyp verändern. Bei der Antibiotikatherapie werden die Mikroorganismen meist durch Konzentrationen unterhalb der minimalen Hemmkonzentration (MIC) beeinflusst, die als subinhibitorische Konzentration MIC (sub-MIC) bezeichnet wird . Antibiotika in dieser Konzentration haben keine letale Wirkung, können aber eine Differenzierung der Bakterienoberfläche bewirken und Modifikationen der zellulären Funktionen wie Adhäsion, Hydrophobizität der Oberfläche und Mobilität der Bakterien induzieren sowie die Interaktionen zwischen Wirt und Bakterien, wie Phagozytose oder die Produktion reaktiver Sauerstoffspezies durch die Phagozyten, beeinträchtigen .
Ziel dieser Studie war die In-vitro-Bestimmung der Empfindlichkeit der planktonischen Formen von P. mirabilis gegenüber Ceftazidim und Ciprofloxacin, die Bestimmung der Fähigkeit zur Biofilmbildung bei diesen Stämmen und die Bewertung des Einflusses ausgewählter Antibiotika auf den Biofilm in verschiedenen Stadien seiner Bildung.
2. Materialien und Methoden
Fünfzig P. mirabilis-Stämme wurden in dieser Studie verwendet. Sie wurden aus Urin (25; 50,0 %) und Wundabstrichen (25; 50,0 %) isoliert und stammten von 19 Frauen (38,0 %) und 31 Männern (62,0 %), die in den Kliniken der Dr. Antoni Jurasz, Universitätsklinik Nr. 1 in Bydgoszcz (SU1) behandelt wurden. Die Identifizierung der Stämme wurde mit einem der folgenden Tests durchgeführt: API 20E/ID32E (BioMerieux) und VITEK GN-Karten (BioMerieux) entsprechend den Empfehlungen der Hersteller.
Die Stämme wurden in einer Hirn-Herz-Infusion (BHI, Becton Dickinson) mit 20,0% Glycerin (POCH) bei -70°C gelagert. Für die aktuellen Anwendungen wurden die Stämme in Cystein-Triptose-Agar (CTA; Becton Dickinson) für bis zu vier Wochen gelagert.
2.1. Bestimmung der MHK für planktonische Formen
Die Bestimmung der minimalen Hemmkonzentration (MHK) von Ciprofloxacin (Sigma Aldrich) und Ceftazidim (Sigma Aldrich) wurde mit der Mikromethode gemäß den EUCAST-Empfehlungen durchgeführt.
Der ESBL-Resistenzmechanismus wurde mit der Scheibendiffusionsmethode unter Verwendung von zwei Scheiben gemäß den Empfehlungen des National Reference Centre for Antimicrobial Susceptibility in Polen bestimmt.
2.2. Biofilmbildung
Die getesteten Stämme von P. mirabilis wurden auf dem Cystin-Laktose-Elektrolyt-Mangelmedium (CLED, Becton Dickinson) vermehrt, während die Referenzstämme von Staphylococcus aureus 209P und Escherichia coli 35218 von der American Type Culture Collection (ATCC) auf 5,0 % Schafsblutagar (Becton Dickinson) gewonnen wurden. Die Stämme wurden bei 37°C für 18 Stunden kultiviert. Anschließend wurden die einzelnen Kolonien in tryptische Sojabullion (TSB, Bio-Rad) bei 37°C beimpft. Nach 18 Stunden wurden die Kulturen für 15 Minuten bei 4.000 U/min zentrifugiert; anschließend wurde der Überstand verworfen und das Pellet mit 3,0 mL phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS, POCH) gespült. Anschließend wurde die Bakteriensuspension 10 Minuten lang bei 4 000 U/min zentrifugiert und aus dem Pellet wurde eine Suspension mit einer MacFarland-Trübung von 0,5 unter Verwendung von steriler Mueller-Hinton-Bouillon (MHB, Becton Dickson) hergestellt. Dann wurden 20 μL jeder Suspension in die Vertiefungen der 96-Well-Platte aus Polystyrol gegeben, in drei Wiederholungen. Die Vertiefungen wurden mit 180 μL eines sterilen MHB-Mediums aufgefüllt, wodurch eine 10-fache Verdünnung entstand. Eine Sterilitätskontrolle wurde aus 200 μL MHB-Medium in drei Wiederholungen hergestellt. Die Kultur wurde in einer feuchten Kammer bei 37 °C für 24 Stunden inkubiert. Dann wurden die Lösungen entfernt und die Vertiefungen mit sterilem destilliertem Wasser gespült und bei 37 °C getrocknet. Zwanzig Minuten später wurden 200 μL Methanol (POCH) in jede Vertiefung gegeben. Die Platten wurden für 20 Minuten bei 400 U/min bei Raumtemperatur auf einen Schüttler gestellt. Anschließend wurde das Methanol entfernt und die Platten wurden 20 Minuten lang bei 37 °C getrocknet. Im nächsten Schritt wurden 200 μl 0,1%iges Kristallviolett (CV, POCH) in jede Vertiefung gegeben und 10 Minuten lang bei Raumtemperatur mit 400 U/min geschüttelt. Anschließend wurde das CV durch gründliches Spülen der Vertiefungen mit Wasser entfernt, bis die Kontrollvertiefungen farblos wurden. Die Platten wurden 20 Minuten lang bei 37 °C belassen, damit das Wasser verdampfen konnte. Schließlich wurden 200 μl Methanol in jede Vertiefung gegeben und 5 Minuten lang bei 400 U/min bei Raumtemperatur geschüttelt.
Absorptionsmessungen wurden mit einem Spektralphotometer bei einer Wellenlänge von 570 nm unter Verwendung der Programme KC4 v3.4 und KC4 Signature durchgeführt. Zur Bewertung der Biofilmbildung für jeden Stamm und die Negativkontrolle wurden das arithmetische Mittel der Extinktion und die Standardabweichung verwendet. Der Schwellenwert der Absorption () war der Beweis für die Biofilmbildung und wurde als die Summe des arithmetischen Mittels der Negativkontrolle und eines dreifachen Wertes ihrer Standardabweichung definiert. Ein Wert unterhalb der berechneten Summe wurde als fehlender Biofilm erkannt. Ein milder Biofilm wurde bestimmt, wenn der Wert der Summe zwischen und lag, ein mäßiger Biofilm zwischen und und ein starker bei einem Wert über 4 (Abbildung 1).
Vielfalt der Intensität der Biofilmbildung von Proteus mirabilis.
2.3. Bewertung des Einflusses der getesteten Antibiotika auf den Proteus mirabilis Biofilm
Die 12- und 24-Stunden-Biofilme wurden nach der vorgegebenen Methodik gebildet. Nach Entfernen des Mediums, das die planktonischen Formen enthielt, wurden 100 μL steriles MHB-Medium und 100 μL Antibiotikum in jede mit dem Biofilm beschichtete Vertiefung gegeben. Die Antibiotikakonzentrationen entsprachen 0,125, 0,25, 0,5 und 1,0 der MHK-Werte, die in drei Wiederholungen für die planktonischen Formen der getesteten Stämme ermittelt wurden.
Die Platten wurden in eine feuchte Kammer gestellt und bei 37 °C inkubiert. Nach 18 Stunden wurden die Zellsuspensionen entfernt und der Biofilm dreimal mit sterilem destilliertem Wasser gespült. Danach wurden die Platten für 20 Minuten bei 37 °C getrocknet. Anschließend wurden 100 μL steriles TSB-Medium und 100 μL sterile 0,1%ige TTC-Lösung (POCH) in jede Vertiefung gegeben.
Die Platten wurden für zwei Stunden bei 37°C inkubiert. Danach wurden die Suspensionen entfernt und die Platten dreimal gespült. Anschließend wurden 200 μL Methanol in jede Vertiefung gegeben. Dann wurden die Platten für 5 Minuten bei 400 U/min bei Raumtemperatur auf den Schüttler gestellt. Die Auslesungen erfolgten mit einem Spektralphotometer bei 470 nm (Abbildung 2).
Bewertung der Proteus mirabilis-Biofilmeradikation mit den untersuchten Antibiotika in ausgewählten sub-MIC-Konzentrationen.
2.4. Statistische Analyse
Die statistische Analyse wurde mit dem Programm STATISTICA 10 ENG (StatSoft Inc.) durchgeführt. Die Normalität der Verteilung wurde beurteilt. Die signifikanten Unterschiede zwischen den Medianen bei , die vom Stadium der Biofilmbildung, der Art des Antibiotikums, der Herkunft der klinischen Proben und der subinhibitorischen Konzentration von Ciprofloxacin oder Ceftazidim abhingen, wurden mit dem Kruskal-Wallis-Test ermittelt. Die detaillierten Vergleiche wurden mit dem nichtparametrischen Bonferroni’s post hoc Test durchgeführt.
3. Ergebnisse
3.1. Antibiotika-Empfindlichkeit
Resistenz gegenüber Ceftazidim wurde bei 32 (64,0 %) und gegenüber Ciprofloxacin bei 20 (40,0 %) der getesteten P. mirabilis-Stämme festgestellt. Die Anzahl der Ciprofloxacin- und Ceftazidim-resistenten Stämme war bei den aus Urin isolierten Stämmen höher als bei denen aus Wundabstrichen (Tabelle 1).
Die durchgeführten Untersuchungen ergaben, dass 11 von 50 P. mirabilis-Stämmen entweder gegen Ciprofloxacin oder Ceftazidim und 16 gegen beide Antibiotika resistent waren (Tabelle 3). Andererseits waren unter den Stämmen, die gegen Ciprofloxacin resistent waren, drei für Ceftazidim empfindlich, und unter den Ceftazidim-resistenten Stämmen waren drei auch für Ciprofloxacin empfindlich.
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3.2. Biofilmbildung
Alle getesteten P. mirabilis-Stämme bildeten Biofilm. Ein schwacher Biofilm wurde von 12 (24,0 %), ein mäßiger von 13 (26,0 %) und ein starker von 25 (50,0 %) der getesteten Stämme gebildet (Abbildung 3). Eine starke Biofilmbildung wurde für 14 (56,0 %) der aus Urin isolierten Stämme und für 11 (44,0 %) der aus Wundabstrichen isolierten Stämme bestätigt (Abbildung 3). Es wurden keine statistisch signifikanten Unterschiede der Biofilmbildung in Bezug auf die Herkunft der Stämme festgestellt.
Die Intensität der Biofilmbildung von Proteus mirabilis in Abhängigkeit von der Herkunft der Stämme.
Unter den 32 Stämmen, die für Ciprofloxacin empfindlich waren, bildeten 16 (50,0 %) einen starken Biofilm, und von den 20 Ceftazidim-empfindlichen Stämmen bildeten 9 (45,0 %) Stämme einen starken Biofilm (Tabelle 4).
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| S: empfindlich I: mittelmäßig R: resistent. |
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3.3. Der Einfluss subinhibitorischer Konzentrationen von Ciprofloxacin und Ceftazidim auf den 12- und 24-Stunden-Proteus mirabilis-Biofilm
Die erhaltenen Ergebnisse führten zu der Aussage, dass sowohl Ciprofloxacin als auch Ceftazidim den P. mirabilis-Biofilm abtöten, was sich in der Abnahme des Absorptionsmittelwertes mit zunehmender Konzentration des antimikrobiellen Mittels widerspiegelt (Abbildung 4). Der Einfluss der Biofilmreife und der Art des Materials, aus dem die Stämme isoliert wurden, wurde ermittelt (Abbildung 4). Die durchgeführten Untersuchungen ergaben, dass die beiden getesteten Antibiotika in ihrem Einfluss variieren.
Wirkung ausgewählter Subinhibitionskonzentrationen von Ciprofloxacin und Ceftazidim auf den 12- und 24-Stunden P. mirabilis Biofilm. a, b, c,…: statistisch signifikante Unterschiede zwischen den mit unterschiedlichen Buchstaben markierten Elementen (Analyse umfasst beide Teile des Diagramms).
Die höheren Absorptionsmediane wurden angegeben (0,8029 und 0.4634 für Stämme aus Urin, 0,6292 und 0,3407 für Stämme aus Wundabstrichen) für Ciprofloxacin als für Ceftazidim (0,4548 und 0,2753 bzw. 0,5236 und 0,3703) bei Verwendung von 0,125 und 0,250 Sub-MICs zur Behandlung des 12-Stunden-Biofilms (Abbildung 4). Im Gegensatz dazu waren die Ergebnisse bei Verwendung von 0,5 und 1,0 Sub-MICs-Antibiotikawerten invertiert. In beiden Fällen wurden keine statistisch signifikanten Unterschiede festgestellt (Abbildung 4).
Im Fall des 24-Stunden-Biofilms war Ciprofloxacin bei allen getesteten subinhibitorischen Konzentrationen effektiver bei der Biofilmeradikation als Ceftazidim (Abbildung 4). Für die aus Urin isolierten Stämme variierte der Absorptionsmedian von 0,0269 bis 0,1384 relativ für 1,0 und 0,250 MHK, und für die aus Wundabstrichen isolierten Stämme variierte er von 0,0729 bis 0,2206 bei 1,0 und 0,128 MHK von Ciprofloxacin (Abbildung 4). Im Falle von Ceftazidim waren die Absorptionsmediane signifikant höher und variierten von 0,3873 bis 0,6871 für aus Urin isolierte Stämme und 0,5588 bis 1,0616 für aus Wundabstrichen stammende Stämme, entsprechend bei 0,250 und 0,128 MHK-Werten (Abbildung 4). Für beide Isolatquellen wurde eine statistisch signifikant höhere Wirksamkeit von Ciprofloxacin (im Vergleich zu Ceftazidim) gegen den Biofilm von P. mirabilis in allen Konzentrationen bestätigt, mit Ausnahme der 0,250 MHK (Abbildung 4).
Unabhängig von der Reife des Biofilms und der Herkunft der Stämme wurden die niedrigsten Absorptionsmittelwerte bei der Konzentration von 1,0 MHK für Ciprofloxacin und 0.
Für den 12-Stunden-Biofilm bei einer Ciprofloxacin-Konzentration von 0,125 und 0,250 MHK wurden bei den aus Urin isolierten Stämmen niedrigere Absorptionsmediane festgestellt (Absorptionsmediane entsprechend 0,8029 und 0,4634) als bei den aus Wundabstrichen isolierten Stämmen (Absorptionsmediane entsprechend 0,6292 und 0,3407) (Abbildung 4). Im Gegensatz dazu waren die MIC-Ergebnisse für die 0,5 und 1,0 invertiert (Abbildung 4). Es wurden keine statistisch signifikanten Unterschiede festgestellt (Abbildung 4). Für den 24-Stunden-Biofilm wurden für die aus dem Urin isolierten Stämme, unabhängig von der Konzentration, niedrigere Absorptionsmediane ermittelt, was eine höhere Empfindlichkeit des gebildeten Biofilms gegenüber Ciprofloxacin beweist, verglichen mit den aus Wundabstrichen isolierten Stämmen (Abbildung 4). Die Unterschiede waren bei der gegebenen Konzentration nicht statistisch signifikant (Abbildung 4).
Im Falle von Ceftazidim wurde eine höhere Empfindlichkeit des Biofilms für aus Urin isolierte Stämme festgestellt, unabhängig von der Reife des Biofilms und der Antibiotika-Konzentration (Abbildung 4). Bei gegebener subinhibitorischer Konzentration () wurden keine statistisch signifikanten Unterschiede festgestellt (Abbildung 4).
Die Verwendung von Ciprofloxacin führte zu einer signifikant höheren Eradikation des 24-Stunden-Biofilms im Vergleich zum 12-Stunden-Biofilm, unabhängig von der Antibiotika-Konzentration und der Probenherkunft (Abbildung 4). Die ermittelten Absorptionsmediane für den mit Ciprofloxacin behandelten 12-Stunden-Biofilm variierten zwischen 0,0589 und 0,8029 und für den 24-Stunden-Biofilm zwischen 0,0269 und 0,2206, abhängig vom Sub-MIC-Wert und der Probenherkunft (Abbildung 4). Ein statistisch signifikanter Unterschied, bedingt durch die Reife des Biofilms, wurde nur für die niedrigste Ciprofloxacin-Konzentration festgestellt, unabhängig von der Herkunft der Stämme.
Ceftazidim beseitigte den 12-Stunden-Biofilm effizienter als das 24-Stunden-Gegenstück, was sich in den Absorptionsmedianwerten (0,2753-0,5236) widerspiegelt, die für den „jüngeren“ Biofilm festgestellt wurden, als in denen des 24-Stunden-Biofilms (0,3873-1,0616) (Abbildung 4). Bei der gegebenen subinhibitorischen Konzentration für Stämme, die aus derselben Quelle isoliert wurden, wurden keine statistisch signifikanten Unterschiede in Bezug auf die Reife des Biofilms festgestellt (Abbildung 4).
4. Diskussion
Nach den vorgestellten Studien waren 40,0 % der P. mirabilis-Stämme resistent gegen Ciprofloxacin. Dieser Prozentsatz ist im Vergleich zu den Ergebnissen von Hernández et al. höher, die angaben, dass 16,2 % der Stämme gegen dieses Fluorchinolon resistent sind. Nach Ko et al. waren nur 13,6 % der P. mirabilis-Stämme gegen dieses Antibiotikum resistent.
Kanayama et al. fanden heraus, dass von 46 ESBL(-)-P. mirabilis-Stämmen 23,9 % gegen Ciprofloxacin resistent waren, während der entsprechende Wert bei ESBL(+) 89,3 % erreichte. Diese Ergebnisse stimmen mit den Daten von Ho et al. überein, die feststellten, dass unter ESBL(-)-P. mirabilis-Stämmen 14,0 % eine Resistenz gegen Ciprofloxacin aufweisen, während der entsprechende Wert für ESBL(+)-Stämme 76,9 % erreicht. Außerdem kamen Saito et al. zu ähnlichen Ergebnissen. Von 80 der ESBL(-)-P. mirabilis-Stämme waren 13 (16,0 %) resistent gegen Ciprofloxacin. Die Ergebnisse der aktuellen Untersuchung bestätigen den oben genannten Trend. Unter den ESBL(-)- und ESBL(+)-Stämmen waren entsprechend 15,4 % und 81,82 % resistent gegen Ciprofloxacin. Im Vergleich zu diesen Zahlen wurde von Luzzaro et al. ein geringerer Prozentsatz an P. mirabilis resistenten Stämmen ermittelt, nämlich 56,0% für ESBL(+) und 2,5% für ESBL(-). Sowohl die eigene Studie als auch die Ergebnisse anderer Autoren belegen einen hohen Anteil von Stämmen, die gegen Ciprofloxacin resistent sind, unter denjenigen, die Beta-Lactamase mit erweitertem Spektrum produzieren.
Die vorgestellten Studien ergaben, dass aus Urin isolierte Stämme resistenter gegen Ciprofloxacin sind als solche aus Wundabstrichen. Diese Ergebnisse sind vergleichbar mit den Arbeiten anderer Autoren. Guggenheim et al. wiesen nach, dass 100 % der aus Wundabstrichen stammenden Stämme gegenüber Ciprofloxacin empfindlich waren. Yah et al. ermittelten einen geringeren Prozentsatz (5,2 %) von P. mirabilis-Stämmen aus Wundabstrichen, die gegen dieses Antibiotikum resistent waren. Nach Gales et al. waren 81,5 % der aus Urin isolierten P. mirabilis-Stämme empfindlich gegenüber Ciprofloxacin. Saito et al. zeigten, dass von 80 Stämmen 13 gegen das oben genannte Antibiotikum resistent waren. Andererseits ermittelten Wagenlehner et al., dass 0 bis 11,6 % der aus Urin isolierten Proteus spp. Stämme zwischen 1994 und 2000 eine Resistenz gegen Ciprofloxacin aufwiesen.
Die Ergebnisse der vorgestellten Studie bewiesen, dass aus Urin isolierte Stämme resistenter gegen Ceftazidim waren als ihre aus Wundabstrichen stammenden Gegenstücke. Der ermittelte geringe Anteil an Ceftazidim-empfänglichen Stämmen steht im Widerspruch zu den Ergebnissen von Gales et al., die nachwiesen, dass von 74 aus Urin isolierten P. mirabilis-Stämmen in den Jahren 1997-1999 97,3 % empfindlich gegenüber Ceftazidim waren und im Jahr 2000 alle 27 getesteten Stämme, die aus derselben Quelle isoliert wurden, empfindlich gegenüber dem getesteten Antibiotikum waren. Die von Lautenbach et al. erzielten Ergebnisse sind ähnlich; von den aus Urin isolierten P. mirabilis-Stämmen wurden 91-100 % als Ceftazidim-empfindlich bezeichnet. Wagenlehner et al. wiesen nach, dass 0-4,5 % der aus Urin isolierten Proteus spp.-Stämme resistent gegen Ceftazidim waren. Lockhart et al. kamen zu ähnlichen Ergebnissen, wonach 5,2 % der aus Urin isolierten Stämme resistent waren. Darüber hinaus ermittelten Anguzu und Olila einen hohen Prozentsatz (87,5 %) von Ceftazidim-empfindlichen P. mirabilis-Stämmen, die aus Wundabstrichen isoliert wurden.
In der aktuellen Studie fanden wir außerdem heraus, dass Ceftazidim und Ciprofloxacin sub-MIC einen Einfluss auf den von P. mirabilis gebildeten 12- und 24-Stunden-Biofilm bei vier Antibiotika-Konzentrationen hatten, die den Werten 0,125 MIC, 0,25 MIC, 0,5 MIC und 1 MIC entsprachen. Die Absorption zeigte eine umgekehrte Korrelation mit der Ciprofloxacin- und Ceftazidim-Konzentration in allen getesteten Sub-MICs sowohl im 12- als auch im 24-Stunden-Biofilm.
Nucleo et al. stellten fest, dass ESBL(+)-P. mirabilis-Stämme im Vergleich zu den ESBL(-)-Stämmen eine größere Fähigkeit zur Biofilmbildung in einem breiten Bereich ihrer Wachstumsintensität aufwiesen. Die vorgestellte Studie zeigte jedoch keine solche Korrelation. Sowohl ESBL(+) als auch ESBL(-) bildeten Biofilm auf vergleichbarem Niveau.
Wasfi et al. bestimmten die hemmende Wirkung der Antibiotika gegen den Biofilm. Die Einflüsse der Sub-MICs von Ciprofloxacin, Ceftriaxon, Nitrofurantoin und Gentamycin wurden bei der Adhäsion von vier P. mirabilis-Stämmen getestet. Es wurde bewiesen, dass 0,5 MIC aller getesteten Antibiotika die Biofilmbildung reduziert und dass die Abreicherung 85,0 % bis 90,0 % ausmachte. Ciprofloxacin zeigte den höchsten Reduktionsgrad: von 64,0 % auf 93,0 % bei 0,5 MIC und von 28,0 % auf 91,0 % bei 0,25 MIC.
Nucleo et al. wiesen den induktiven Einfluss von Antibiotika auf die Biofilmbildungsfähigkeit nach. Sie stellten fest, dass eine Erhöhung der Imipenem- und Tazobactam-Konzentrationen zu einer Steigerung der Biofilmbildung bei allen 10 getesteten P. mirabilis-Stämmen führt. Der höchste Anstieg der Biofilmbildung wurde bei 0,25 MHK für die meisten Stämme ermittelt, und nur ein Stamm zeigte das intensivste Biofilmwachstum bei 0,125 MHK.
In der aktuellen Literatur fehlen Informationen über den Einfluss von Antibiotika auf den Biofilm von P. mirabilis in einem unterschiedlichen Reifestadium. In der aktuellen Studie wurde festgestellt, dass Ciprofloxacin, unabhängig von seiner Konzentration und der Herkunft des Stammes, die biofilmbildenden Zellen im Falle eines 24-Stunden-Biofilms effizienter abtötete als im Falle eines 12-Stunden-Biofilms. Ceftazidim zeigte beim 12-Stunden-Pendant eine höhere biofilmeliminierende Wirksamkeit.
5. Schlussfolgerungen
Die Kenntnis der Sub-MIC-Antibiotika-Konzentration für biofilmbildende Mikroorganismen kann für eine rationale Antibiotikatherapie nützlich sein. Die vorgestellten Ergebnisse und die anderer Autoren belegen, dass verschiedene Mikroorganismen unterschiedliche Rückmeldungen auf subinhibitorische Konzentrationen verschiedener Antibiotika zeigen. Während einer Antibiotika-Therapie wird ein Teil der Mikroorganismen durch subinhibitorische Dosen von Medikamenten beeinflusst. Detaillierte Kenntnisse über die Auswirkungen auf den von verschiedenen Mikroorganismen gebildeten Biofilm und auch die pharmakodynamischen Indikatoren der Medikamente können bei der Behandlung von Infektionen, die durch den Biofilm verursacht werden, hilfreich sein. Daher sind weitere Forschungen zur Bestimmung der Wechselwirkungen zwischen Biofilm und bioziden Wirkstoffen gerechtfertigt und notwendig.
Die durchgeführten Untersuchungen bewiesen, dass die Effizienz von Antibiotika gegen P. mirabilis Biofilm von dessen Reife und der Herkunft der Stämme abhängt. Darüber hinaus kann eine Ceftazidim-Konzentration, die deutlich unter der empfohlenen MHK liegt, für die Eradikation des Biofilms am nützlichsten sein. In den meisten der getesteten Konzentrationen war Ciprofloxacin effizienter als Ceftazidim gegen den P. mirabilis Biofilm.
Interessenkonflikt
Die Autoren melden keinen potenziellen Interessenkonflikt.
Anerkennung
Diese Forschung wurde von der Nicolaus Copernicus Universität mit Mitteln aus der Erhaltung des Forschungspotentials der Abteilung für Mikrobiologie finanziell unterstützt.