La evaluación de la susceptibilidad de Proteus mirabilis a la ceftazidima y la ciprofloxacina y el impacto de estos antibióticos a concentraciones subinhibitorias en las biopelículas de Proteus mirabilis
Abstracto
Los bacilos del género Proteus se aíslan comúnmente de los pacientes, especialmente de las vías urinarias de los pacientes sondados. Las infecciones asociadas a los biomateriales son obstáculos terapéuticos cruciales, debido a la resistencia bactericida del biofilm. El objetivo de este estudio fue evaluar la susceptibilidad de las formas planctónicas de P. mirabilis a la ciprofloxacina y la ceftazidima, la capacidad de formar biofilm y el impacto de las concentraciones sub-MIC elegidas de estos antibióticos en el biofilm en diferentes etapas de su formación. La investigación incluyó 50 cepas de P. mirabilis aisladas de heridas y del tracto urinario de pacientes del Hospital Universitario nº 1 de Bydgoszcz. La evaluación de la susceptibilidad a la ciprofloxacina y la ceftazidima se llevó a cabo mediante micrométodos. El impacto de las concentraciones sub-MIC de los antibióticos elegidos en el biofilm se midió mediante el método TTC. Se confirmó la resistencia a la ciprofloxacina en 20 cepas (40,0%), mientras que a la ceftazidima en 32 (64,0%) de las cepas de P. mirabilis probadas. Todas las cepas probadas formaron biofilm: el 24,0% de forma débil, el 26,0% de forma moderada y el 50,0% de forma intensa. Se determinó que la ciprofloxacina y la ceftazidima provocaban la erradicación del biofilm. Además, se demostró la conexión entre el origen de las cepas, el nivel de madurez del biofilm y la resistencia a los antibióticos.
1. Introducción
P. mirabilis es el tercer patógeno más aislado (después de Escherichia coli y Klebsiella pneumoniae) de las infecciones del tracto urinario . En su mayoría son infecciones ascendentes, más comunes entre los pacientes con malformaciones anatómicas o fisiológicas del tracto urinario, así como entre los pacientes sondados o debido a errores de atención médica.
Las bacterias de este género pueden causar infecciones del sistema respiratorio, heridas, huesos, articulaciones, tracto digestivo, así como, meningitis o bacteriemia.
Los obstáculos terapéuticos durante el tratamiento de P. mirabilis pueden estar relacionados con su capacidad para formar biofilm . El biofilm es una formación de microorganismos comunicantes, adheridos a determinadas superficies y a las células vecinas, recubiertas de una matriz extracelular . Puede estar formada por una o varias especies. El biofilm fue descrito por primera vez en el siglo XVII por Antonie van Leeuwenhoek, que observó las bacterias de las placas dentales utilizando un microscopio óptico .
La capacidad de formar biofilm favorece el desarrollo y la persistencia de infecciones relacionadas con el uso de biomateriales como catéteres vasculares y urinarios, stents ureterales o prostáticos, implantes de pene y testículos, y válvulas cardíacas o prótesis traqueales .
Las bacterias que viven en biofilm muestran un comportamiento diferente en comparación con sus formas planctónicas; además, se alteran fenotípicamente . La diferente susceptibilidad a los antibióticos de las células que forman el biofilm en comparación con sus formas planctónicas es el principal problema terapéutico. La resistencia a los antibióticos de la biopelícula puede ser causada por varios mecanismos coexistentes, como el moco y el glicocálix, que reducen la distribución de los antibióticos en las capas más profundas de la biopelícula. Estas bacterias también pueden cambiar su transcripción y activar los genes responsables de la resistencia a los antibióticos. Debido a la proximidad de las células, la transferencia de información genética es mayor, incluso entre especies o géneros diferentes. Este tipo de información puede transferirse a través de plásmidos que codifican los factores de virulencia y los mecanismos de resistencia a los antibióticos. Además, las células que forman la biopelícula tienen la capacidad de comunicarse por medio de la detección de quórum (QS) . Esto permite la transferencia de información relacionada con la resistencia de los agentes biocidas y los mecanismos de su activación.
La presencia de antibióticos en el entorno de los microorganismos puede alterar adicionalmente su genotipo y fenotipo . Durante la terapia con antibióticos, los microorganismos se ven afectados sobre todo cuando sus concentraciones son inferiores a la concentración mínima inhibitoria (CMI), lo que se denomina concentración subinhibitoria CMI (sub-CMI) . Los antibióticos a esta concentración no plantean ningún efecto letal pero pueden provocar la diferenciación de la superficie de las bacterias e inducir modificaciones de las funciones celulares como la adhesión, la hidrofobicidad de la superficie y la movilidad de las bacterias y también interferir en las interacciones entre el huésped y las bacterias, como la fagocitosis o la producción de especies reactivas de oxígeno por los fagocitos .
El objetivo de este estudio fue la evaluación in vitro de la susceptibilidad de las formas planctónicas de P. mirabilis a la ceftazidima y a la ciprofloxacina, la determinación de la capacidad de formar biofilm entre estas cepas y la evaluación del impacto de los antibióticos elegidos sobre el biofilm en diferentes etapas de su formación.
2. Materiales y métodos
En este estudio se utilizaron 50 cepas de P. mirabilis. Se aislaron de la orina (25; 50,0%) y de hisopos de heridas (25; 50,0%) y se derivaron de 19 mujeres (38,0%) y 31 hombres (62,0%) tratados en las clínicas del Hospital Universitario nº 1 Dr. Antoni Jurasz de Bydgoszcz (SU1). La identificación de las cepas se realizó mediante una de las siguientes pruebas API 20E/ID32E (BioMerieux) y tarjetas VITEK GN (BioMerieux) según las recomendaciones de los fabricantes.
Las cepas se almacenaron en una infusión cerebro-corazón (BHI, Becton Dickinson) con 20,0% de glicerol (POCH) a -70°C. Para los usos actuales, las cepas se almacenaron en agar cisteína-triptosa (CTA; Becton Dickinson) hasta cuatro semanas.
2.1. Evaluación de la CIM para las formas planctónicas
La evaluación de la concentración inhibitoria mínima (CIM) de ciprofloxacino (Sigma Aldrich) y ceftazidima (Sigma Aldrich) se llevó a cabo utilizando el micrométodo de acuerdo con las recomendaciones de EUCAST .
El mecanismo de resistencia a ESBL se determinó con el método de difusión en disco, utilizando dos discos, de acuerdo con las recomendaciones del Centro Nacional de Referencia para la Susceptibilidad Antimicrobiana en Polonia.
2.2. Formación de biopelículas
Las cepas probadas de P. mirabilis se propagaron en el medio deficiente en electrolitos de cistina y lactosa (CLED, Becton Dickinson), mientras que las cepas de referencia de Staphylococcus aureus 209P y Escherichia coli 35218 se obtuvieron de la American Type Culture Collection (ATCC), en agar sangre de oveja al 5,0% (Becton Dickinson). Las cepas se cultivaron a 37°C durante 18 horas. A continuación, las colonias individuales se inocularon en lingote de soja triptica (TSB, Bio-Rad) a 37°C. Después de 18 horas, los cultivos se centrifugaron durante 15 minutos a 4.000 rpm; a continuación, se descartó el sobrenadante y el pellet se enjuagó con 3,0 mL de solución salina tamponada con fosfato (PBS, POCH). A continuación, la suspensión bacteriana se centrifugó a 4 000 rpm durante 10 minutos y el pellet se utilizó para hacer la suspensión de 0,5 de turbidez MacFarland, utilizando caldo Mueller-Hinton estéril (MHB, Becton Dickson). A continuación, se colocaron 20 μL de cada suspensión en los pocillos de la placa de poliestireno de 96 pocillos, en tres repeticiones. Los pocillos se llenaron con 180 μL de un medio MHB estéril, creando una dilución de 10 veces. Se hizo un control de esterilidad con 200 μL de medio MHB en tres repeticiones. El cultivo se incubó en una cámara húmeda a 37°C durante 24 horas. Después, se retiraron las soluciones y se enjuagaron los pocillos con agua destilada estéril y se dejaron secar a 37°C. Veinte minutos después, se añadieron 200 μL de metanol (POCH) a cada pocillo. Las placas se colocaron en un agitador durante 20 minutos a 400 rpm a temperatura ambiente. A continuación, se retiró el metanol y se dejaron secar las placas a 37°C durante 20 minutos. En el siguiente paso, se añadieron 200 μL de violeta de cristal (CV, POCH) al 0,1% a cada pocillo y se colocaron en un agitador a 400 rpm durante 10 minutos a temperatura ambiente. A continuación, se eliminó el CV enjuagando los pocillos con agua a fondo hasta que los pocillos de control se volvieron incoloros. Las placas se dejaron durante 20 minutos a 37°C para que el agua se evaporara. Por último, se añadieron 200 μL de metanol a cada pocillo y se dejaron en un agitador durante 5 minutos a 400 rpm a temperatura ambiente.
Las lecturas de absorbancia se realizaron con un espectrofotómetro a una longitud de onda de 570 nm, utilizando los programas KC4 v3.4 y KC4 Signature. Para evaluar la formación de biopelículas para cada cepa y el control negativo, se utilizó la media aritmética de la absorbancia y la desviación estándar. El valor umbral de absorbancia () fue la prueba de la formación de biofilm y se definió como la suma de la media aritmética del control negativo y un valor triple de su desviación estándar . Un valor inferior a la suma calculada se reconoció como, ausencia de biofilm. Se determinó biofilm leve cuando el valor de la suma estaba entre y , biofilm moderado-entre y , y fuerte para un valor superior a 4 (Figura 1).
Diversidad visual de la intensidad de formación de biofilm de Proteus mirabilis.
2.3. Evaluación del impacto de los antibióticos probados en la biopelícula de Proteus mirabilis
Las biopelículas de 12 y 24 horas se formaron según la metodología dada. Tras eliminar el medio que contenía las formas planctónicas, se añadieron 100 μL de medio MHB estéril y 100 μL de antibiótico a cada pocillo recubierto con la biopelícula. Las concentraciones de antibiótico fueron equivalentes a 0,125, 0,25, 0,5 y 1,0 de los valores MIC, determinados mediante tres repeticiones para las formas planctónicas de las cepas analizadas.
Las placas se colocaron en una cámara húmeda y se incubaron a 37°C. Al cabo de 18 horas se retiraron las suspensiones celulares y se enjuagó el biofilm tres veces con agua destilada estéril. Después, las placas se dejaron secar durante 20 minutos a 37°C. A continuación, se añadieron 100 μL de medio TSB estéril y 100 μL de solución estéril de TTC al 0,1% (POCH) en cada pocillo.
Las placas se incubaron durante dos horas a 37°C. A continuación, se retiraron las suspensiones y se enjuagaron las placas tres veces. A continuación, se añadieron 200 μL de metanol a cada pocillo. A continuación, las placas se colocaron en un agitador durante 5 minutos a 400 rpm a temperatura ambiente. Las lecturas se realizaron con un espectrofotómetro a 470 nm (Figura 2).
Evaluación de la erradicación de la biopelícula de Proteus mirabilis con los antibióticos examinados en concentraciones sub-MIC seleccionadas.
2.4. Análisis estadístico
El análisis estadístico se realizó con el programa STATISTICA 10 ENG (StatSoft Inc.). Se evaluó la normalidad de la distribución. Las diferencias significativas entre las medianas en , que dependían del estadio de formación de la biopelícula, del tipo de antibiótico, del origen de las muestras clínicas y de la concentración subinhibitoria de ciprofloxacino o ceftazidima, se determinaron según la prueba de Kruskal-Wallis. Las comparaciones detalladas se realizaron mediante la prueba post hoc no paramétrica de Bonferroni.
3. Resultados
3.1. Susceptibilidad a los antibióticos
Se determinó la resistencia a la ceftazidima en 32 (64,0%) mientras que a la ciprofloxacina en 20 (40,0%) de las cepas de P. mirabilis analizadas. El número de cepas resistentes a la ciprofloxacina y a la ceftazidima fue mayor entre las cepas aisladas de la orina que entre las de los hisopos de heridas (Tabla 1).
La investigación realizada determinó que 11, de las 50 cepas de P. mirabilis, eran resistentes a la ciprofloxacina o a la ceftazidima, y 16 a ambos antibióticos (Tabla 3). Por otra parte, entre las cepas resistentes a la ciprofloxacina, tres eran susceptibles a la ceftazidima, y entre esas cepas resistentes a la ceftazidima, tres eran también susceptibles a la ciprofloxacina.
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3.2. Formación de biofilm
Todas las cepas de P. mirabilis analizadas formaron biofilm. 12 (24,0%) formaron una biopelícula débil, 13 (26,0%) una moderada y 25 (50,0%) una fuerte (Figura 3). Se confirmó la formación de un biofilm fuerte en 14 (56,0%) cepas aisladas de la orina y en 11 (44,0%) de las cepas aisladas de hisopos de heridas (Figura 3). No se determinaron diferencias estadísticamente significativas de formación de biofilm en función del origen de las cepas.
La intensidad de formación de biofilm de Proteus mirabilis en función del origen de las cepas.
Entre las 32 cepas susceptibles a la ciprofloxacina, 16 (50,0%) formaron un fuerte biofilm, y de las 20 cepas susceptibles a la ceftazidima, 9 (45,0%) formaron un fuerte biofilm (Tabla 4).
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| S: susceptible I: intermedio R: resistente. |
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3.3. El impacto de las concentraciones subinhibitorias de ciprofloxacino y ceftazidima en la biopelícula de Proteus mirabilis de 12 y 24 horas
Los resultados obtenidos permitieron afirmar que tanto ciprofloxacino como ceftazidima erradican la biopelícula de P. mirabilis, lo que refleja la disminución de la mediana de absorbancia con el aumento de la concentración del agente antimicrobiológico (Figura 4). Se determinó el impacto de la madurez de la biopelícula y el tipo de material del que se aislaron las cepas (Figura 4). La investigación realizada determinó que ambos antibióticos probados variaban en su influencia.
Efecto de las concentraciones de subinhibición seleccionadas de ciprofloxacino y ceftazidima en la biopelícula de P. mirabilis de 12 y 24 horas. a, b, c,…: diferencias estadísticamente significativas entre los elementos marcados con letras diferentes (el análisis abarca las dos partes del diagrama).
Se indicaron las medianas de absorbancia más altas (0,8029 y 0.4634 para las cepas procedentes de la orina, 0,6292 y 0,3407 para las cepas procedentes de los hisopos de la herida) para ciprofloxacino que para ceftazidima (0,4548 y 0,2753, 0,5236 y 0,3703, respectivamente) utilizando sub-MIC de 0,125 y 0,250 para tratar el biofilm de 12 horas (Figura 4). Por el contrario, utilizando valores de antibióticos de 0,5 y 1,0 sub-MICs, los resultados se invirtieron. En ambos casos no se determinaron diferencias estadísticamente significativas (Figura 4).
En el caso del biofilm de 24 horas, ciprofloxacino fue más eficaz en la erradicación del biofilm que ceftazidima en todas las concentraciones subinhibitorias probadas (Figura 4). En el caso de las cepas aisladas de la orina, la mediana de absorbancia varió de 0,0269 a 0,1384 relativamente para 1,0 y 0,250 CIM, y en el caso de las cepas aisladas de los hisopos de la herida varió de 0,0729 a 0,2206 a 1,0 y 0,128 CIM de ciprofloxacino (Figura 4). En el caso de la ceftazidima, las medianas de absorbancia fueron significativamente mayores y variaron de 0,3873 a 0,6871 para las cepas aisladas de la orina y de 0,5588 a 1,0616 para las cepas derivadas de los hisopos de la herida, correspondientemente, a los valores de CIM de 0,250 y 0,128 (Figura 4). Para ambas fuentes de aislamientos, se afirmó una mayor eficacia estadísticamente significativa de ciprofloxacino (en comparación con ceftazidima) contra la biopelícula de P. mirabilis en todas las concentraciones, excluyendo la CIM de 0,250 (Figura 4).
Independientemente de la madurez de la biopelícula y del origen de las cepas, las medianas de absorbancia más bajas se observaron en la concentración igual a 1,0 CIM para ciprofloxacino y 0.Para la biopelícula de 12 horas a una concentración de ciprofloxacino de 0,125 y 0,250 CMI, se observaron medianas de absorbancia más bajas en los casos de las cepas aisladas de la orina (las medianas de absorbancia fueron respectivamente 0,8029 y 0,4634) que en los de las cepas aisladas de los hisopos de la herida (las medianas de absorbancia fueron respectivamente 0,6292 y 0,3407) (Figura 4). Por el contrario, en el caso de las cepas de 0,5 y 1,0, los resultados de las CMI se invirtieron (Figura 4). No se observaron diferencias estadísticamente significativas (Figura 4). Para la biopelícula de 24 horas, se determinaron medianas de absorbancia más bajas, independientemente de la concentración, para las cepas aisladas de la orina, lo que demuestra una mayor susceptibilidad de la biopelícula formada a la ciprofloxacina, en comparación con las cepas aisladas de los hisopos de la herida (Figura 4). Las diferencias no fueron estadísticamente significativas para la concentración dada (Figura 4).
En el caso de la ceftazidima, se observó una mayor susceptibilidad del biofilm para las cepas aisladas de la orina, independientemente de la madurez del biofilm y de la concentración del antibiótico (Figura 4). No se determinaron diferencias estadísticamente significativas para la concentración subinhibitoria dada () (Figura 4).
El uso de ciprofloxacino provocó una erradicación significativamente mayor del biofilm de 24 horas en comparación con el de 12 horas, independientemente de la concentración de antibiótico y del origen de la muestra (Figura 4). Las medianas de absorbancia determinadas para el biofilm de 12 horas tratado con ciprofloxacino variaron entre 0,0589 y 0,8029 y para el biofilm de 24 horas entre 0,0269 y 0,2206, dependiendo del valor de sub-MIC y del origen de la muestra (Figura 4). La diferencia estadísticamente significativa, causada por la madurez de la biopelícula, se determinó sólo para la concentración más baja de ciprofloxacino, independientemente del origen de las cepas.
La ceftazidima erradicó la biopelícula de 12 horas más eficazmente que la homóloga de 24 horas, lo que se refleja en los valores de la mediana de absorbancia (0,2753-0,5236) observados para la biopelícula «más joven» que en los de la de 24 horas (0,3873-1,0616) (Figura 4). A la concentración subinhibitoria dada para las cepas aisladas de la misma fuente, no se determinaron diferencias estadísticamente significativas en cuanto a la madurez de la biopelícula (Figura 4).
4. Discusión
De acuerdo con los estudios presentados, el 40,0% de las cepas de P. mirabilis fueron resistentes a ciprofloxacino. Este porcentaje es mayor si se compara con el de los resultados obtenidos por Hernández et al. , que indicaron que el 16,2% de las cepas son resistentes a esta fluoroquinolona. Según Ko et al. , sólo el 13,6% de las cepas de P. mirabilis eran resistentes a ese antibiótico.
Kanayama et al. encontraron que entre 46 cepas de P. mirabilis ESBL(-), el 23,9% eran resistentes a la ciprofloxacina, mientras que entre las ESBL(+), el valor correspondiente alcanzaba el 89,3%. Estos resultados se corresponden con los datos obtenidos por Ho et al. , quienes determinaron que entre las cepas de P. mirabilis ESBL(-), el 14,0% presenta resistencia a la ciprofloxacina, mientras que el valor correspondiente para las cepas ESBL(+) alcanza el 76,9%. Además, Saito et al. obtuvieron resultados similares. De 80 cepas de P. mirabilis con BLEE(-), 13 (16,0%) fueron resistentes a la ciprofloxacina. Los resultados de la presente investigación confirman la tendencia mencionada anteriormente. Entre las cepas ESBL(-) y ESBL(+), el 15,4% y el 81,82% fueron resistentes a la ciprofloxacina. En comparación con estas cifras, Luzzaro et al. obtuvieron un porcentaje menor de cepas resistentes a P. mirabilis, que fue del 56,0% para las ESBL(+) y del 2,5% para las ESBL(-). Tanto el estudio propio como los resultados de otros autores, demuestran una alta contribución de cepas resistentes a ciprofloxacino entre las que producen betalactamasas de espectro extendido.
Los estudios presentados determinaron que las cepas aisladas de la orina son más resistentes al ciprofloxacino que las procedentes de los hisopos de heridas. Estos resultados son comparables a los de los trabajos de otros autores. Guggenheim et al. demostraron que el 100% de las cepas procedentes de hisopos de heridas eran susceptibles a la ciprofloxacina. Yah et al. obtuvieron un porcentaje menor (5,2%) de cepas de P. mirabilis procedentes de frotis de heridas que eran resistentes a ese antibiótico. Según Gales et al. , el 81,5% de las cepas de P. mirabilis aisladas de la orina eran susceptibles a la ciprofloxacina. Saito et al. demostraron que, entre 80 cepas, 13 eran resistentes al antibiótico mencionado. Por otra parte, Wagenlehner et al. determinaron que entre el 0 y el 11,6% de las cepas de Proteus spp. aisladas de la orina, entre 1994 y 2000, presentaban resistencia a la ciprofloxacina.
Los resultados del estudio presentado demostraron que las cepas aisladas de la orina eran más resistentes a la ceftazidima que sus homólogas derivadas de hisopos de heridas. La baja contribución determinada de las cepas susceptibles a la ceftazidima entra en conflicto con los resultados de Gales et al. , que demostraron que entre 74 de las cepas de P. mirabilis aisladas de la orina en los años 1997-1999, el 97,3% eran susceptibles a la ceftazidima y en el año 2000, las 27 cepas analizadas aisladas de la misma fuente eran susceptibles al antibiótico probado. Los resultados obtenidos por Lautenbach et al. son similares; de las cepas de P. mirabilis aisladas de la orina, entre el 91 y el 100% fueron marcadas como susceptibles a la ceftazidima. Wagenlehner et al. demostraron que entre el 0 y el 4,5% de las cepas de Proteus spp. aisladas de la orina eran resistentes a la ceftazidima. Lockhart et al. obtuvieron resultados similares, según los cuales el 5,2% de las cepas aisladas de la orina eran resistentes. Además, Anguzu y Olila determinaron un alto porcentaje (87,5%) de cepas de P. mirabilis susceptibles a la ceftazidima aisladas de hisopos de heridas.
En el presente estudio también encontramos que la ceftazidima y la ciprofloxacina sub-MIC tuvieron un impacto en el biofilm de 12 y 24 horas formado por P. mirabilis en cuatro concentraciones de antibióticos, correspondientes a los valores 0,125 MIC, 0,25 MIC, 0,5 MIC y 1 MIC. La absorbancia mostró una correlación inversa con la concentración de ciprofloxacino y ceftazidima en todas las sub CIM probadas en las biopelículas de 12 y 24 horas.
Nucleo et al. observaron que las cepas de P. mirabilis ESBL(+) mostraban una mayor capacidad para formar biopelículas dentro de un amplio rango de su intensidad de crecimiento, en comparación con las cepas ESBL(-). Sin embargo, el estudio presentado no mostró dicha correlación. Tanto las cepas ESBL(+) como las ESBL(-) formaron biofilm a un nivel comparable.
Wasfi et al. determinaron el efecto inhibidor de los antibióticos contra el biofilm. Se probaron las influencias de ciprofloxacina, ceftriaxona, nitrofurantoína y gentamicina sub-MIC en los casos de adhesión de cuatro cepas de P. mirabilis. Se comprobó que la CIM de 0,5 de todos los antibióticos probados reduce la formación de biopelículas y que la reducción supuso entre el 85,0% y el 90,0%. La ciprofloxacina mostró el mayor nivel de reducción: del 64,0% al 93,0% a 0,5 CIM y del 28,0% al 91,0% a 0,25 CIM.
Nucleo et al. demostraron la influencia inductora de los antibióticos en la capacidad de formación de biofilms. Determinaron que un aumento de las concentraciones de imipenem y tazobactam conduce a mejorar la formación de biofilm en todas las 10 cepas de P. mirabilis analizadas. El mayor aumento de la formación de biopelículas se determinó a 0,25 MIC para la mayoría de las cepas, y sólo una mostró el crecimiento más intenso de la biopelícula a 0,125 MIC.
En la bibliografía actual falta información sobre el impacto de los antibióticos en la biopelícula de P. mirabilis en una etapa de madurez diferente. En el presente estudio se comprobó que ciprofloxacino, independientemente de su concentración y del origen de la cepa, erradicó las células formadoras de biofilm de forma más eficiente en el caso del biofilm de 24 horas en comparación con el de 12 horas. La ceftazidima mostró una mayor eficacia eliminatoria del biofilm en el caso de la contraparte de 12 horas.
5. Conclusiones
El conocimiento de la concentración de antibióticos sub-MIC para los microorganismos que forman biofilm puede ser útil para una terapia antibiótica racional. Los resultados presentados, y los de otros autores, demuestran que los diferentes microorganismos muestran una retroalimentación diversa a las concentraciones subinhibitorias de varios antibióticos. Durante la terapia antibiótica, una parte de los microorganismos se ve afectada por las dosis subinhibitorias de los fármacos. El conocimiento detallado de su impacto en el biofilm formado por diversos microorganismos, así como los indicadores farmacodinámicos de los medicamentos, puede ser útil en el tratamiento de las infecciones causadas por el biofilm. Por lo tanto, está justificado y es necesario seguir investigando para determinar las interacciones entre el biofilm y los agentes biocidas.
La investigación realizada demostró que la eficacia de los antibióticos contra el biofilm de P. mirabilis depende de su madurez y del origen de las cepas. Además, una concentración de ceftazidima significativamente inferior a la CIM recomendada puede ser la más útil en la erradicación del biofilm. En la mayoría de las concentraciones probadas, ciprofloxacino fue más eficaz que ceftazidima contra el biofilm de P. mirabilis.
Conflicto de intereses
Los autores informan de que no hay ningún conflicto de intereses potencial.
Agradecimientos
Esta investigación fue apoyada financieramente por la Universidad Nicolaus Copernicus con fondos del mantenimiento del potencial de investigación del Departamento de Microbiología.