L’évaluation de la sensibilité de Proteus mirabilis à la ceftazidime et à la ciprofloxacine et l’impact de ces antibiotiques à des concentrations subinhibitrices sur les biofilms de Proteus mirabilis
Abstract
Les trématodes du genre Proteus sont couramment isolés chez les patients, en particulier dans les voies urinaires des patients cathétérisés. Les infections associées aux biomatériaux sont des obstacles thérapeutiques cruciaux, en raison de la résistance bactéricide du biofilm. L’objectif de cette étude était d’évaluer la sensibilité des formes planctoniques de P. mirabilis à la ciprofloxacine et à la ceftazidime, leur capacité à former un biofilm, et l’impact de concentrations sub-MIC choisies de ces antibiotiques sur le biofilm à différents stades de sa formation. La recherche a porté sur 50 souches de P. mirabilis isolées de plaies et des voies urinaires de patients de l’hôpital universitaire n° 1 de Bydgoszcz. L’évaluation de la sensibilité à la ciprofloxacine et à la ceftazidime a été réalisée à l’aide de microméthodes. L’impact des concentrations sub-MIC des antibiotiques choisis sur le biofilm a été mesuré par la méthode TTC. La résistance à la ciprofloxacine a été confirmée pour 20 souches (40,0%) et à la ceftazidime pour 32 (64,0%) des souches de P. mirabilis testées. Toutes les souches testées ont formé un biofilm : 24,0 % faiblement, 26,0 % modérément et 50,0 % fortement. Il a été déterminé que la ciprofloxacine et la ceftazidime ont provoqué l’éradication du biofilm. En outre, le lien entre l’origine des souches, le niveau de maturité du biofilm et la résistance aux antibiotiques a été prouvé.
1. Introduction
P. mirabilis est le troisième pathogène le plus fréquemment isolé (après Escherichia coli et Klebsiella pneumoniae) des infections urinaires . Il s’agit le plus souvent d’infections ascendantes, plus fréquentes chez les patients présentant des malformations anatomiques ou physiologiques des voies urinaires, ainsi que chez les patients sondés ou suite à des erreurs de soins médicaux .
Les bactéries de ce genre peuvent provoquer des infections du système respiratoire, des plaies, des os, des articulations, du tube digestif, et ainsi que, des méningites ou des bactériémies .
Les obstacles thérapeutiques lors du traitement de P. mirabilis peuvent être liés à sa capacité à former un biofilm . Le biofilm est une formation de micro-organismes communicants, adhérant à certaines surfaces et aux cellules voisines, recouverts d’une matrice extracellulaire . Il peut être constitué d’une ou de plusieurs espèces. Le biofilm a été décrit pour la première fois au XVIIe siècle par Antonie van Leeuwenhoek, qui a observé des bactéries provenant de plaques dentaires à l’aide d’un microscope optique .
La capacité à former un biofilm favorise le développement et la persistance des infections liées à l’utilisation de biomatériaux tels que les cathéters vasculaires et urinaires, les stents urétraux ou prostatiques, les implants du pénis et des testicules, et les valves cardiaques ou les prothèses trachéales .
Les bactéries vivant dans un biofilm présentent un comportement différent par rapport à leurs formes planctoniques ; de plus, elles se modifient phénotypiquement . La sensibilité différente aux antibiotiques des cellules formant le biofilm par rapport à leurs formes planctoniques est le principal problème thérapeutique. La résistance aux antibiotiques du biofilm peut être causée par divers mécanismes coexistants, tels que le mucus et le glycocalyx, qui réduisent la distribution des antibiotiques dans les couches profondes du biofilm. Ces bactéries peuvent également modifier leur transcription et activer les gènes responsables de la résistance aux antibiotiques. En raison de la proximité des cellules, le transfert d’informations génétiques est amélioré, même entre espèces ou genres différents. Ce type d’information peut être transféré via des plasmides codant les facteurs de virulence et les mécanismes de résistance aux antibiotiques. En outre, les cellules formant un biofilm ont la capacité de communiquer par le biais du quorum sensing (QS) . Cela permet le transfert d’informations liées à la résistance des agents biocides et aux mécanismes de leur activation .
La présence d’antibiotiques dans l’environnement des microorganismes peut en outre modifier leur génotype et leur phénotype . Lors d’une antibiothérapie, les micro-organismes sont surtout affectés par leur concentration inférieure à la concentration minimale inhibitrice (CMI), que l’on appelle concentration subinhibitrice CMI (sub-MIC) . Les antibiotiques à cette concentration ne posent pas d’effet létal mais peuvent provoquer une différenciation de la surface des bactéries et induire des modifications des fonctions cellulaires comme l’adhésion, l’hydrophobicité de la surface et la mobilité des bactéries et également interférer avec les interactions entre l’hôte et les bactéries, comme la phagocytose ou la production d’espèces réactives de l’oxygène par les phagocytes .
Le but de cette étude était l’évaluation in vitro de la sensibilité des formes planctoniques de P. mirabilis à la ceftazidime et à la ciprofloxacine, la détermination de la capacité à former un biofilm parmi ces souches, et l’évaluation de l’impact des antibiotiques choisis sur le biofilm à différents stades de sa formation.
2. Matériel et méthodes
Quarante souches de P. mirabilis ont été utilisées dans cette étude. Elles ont été isolées à partir d’urine (25 ; 50,0 %) et d’écouvillons de plaie (25 ; 50,0 %) et dérivées de 19 femmes (38,0 %) et 31 hommes (62,0 %) traités dans les cliniques du Dr Antoni Jurasz, Hôpital universitaire n° 1 de Bydgoszcz (SU1). L’identification des souches a été réalisée à l’aide de l’un des tests suivants : API 20E/ID32E (BioMérieux) et cartes VITEK GN (BioMérieux) selon les recommandations des fabricants.
Les souches ont été conservées dans une infusion cerveau-cœur (BHI, Becton Dickinson) avec 20,0 % de glycérol (POCH) à -70°C. Pour les utilisations actuelles, les souches ont été conservées dans une gélose cystéine-triptose (CTA ; Becton Dickinson) jusqu’à quatre semaines.
2.1. Évaluation de la CMI pour les formes planctoniques
L’évaluation de la concentration minimale inhibitrice (CMI) de la ciprofloxacine (Sigma Aldrich) et de la ceftazidime (Sigma Aldrich) a été réalisée à l’aide de la microméthode conformément aux recommandations EUCAST .
Le mécanisme de résistance aux BLSE a été déterminé avec la méthode de diffusion par disques, en utilisant deux disques, selon les recommandations du Centre national de référence pour la sensibilité aux antimicrobiens en Pologne.
2.2. Formation de biofilms
Les souches testées de P. mirabilis ont été propagées sur le milieu cystine lactose électrolyte déficient (CLED, Becton Dickinson) tandis que les souches de référence de Staphylococcus aureus 209P et Escherichia coli 35218 ont été obtenues auprès de l’American Type Culture Collection (ATCC), sur une gélose au sang de mouton à 5,0% (Becton Dickinson). Les souches ont été cultivées à 37°C pendant 18 heures. Ensuite, les colonies individuelles ont été inoculées dans de la gélose tryptique de soja (TSB, Bio-Rad) à 37°C. Après 18 heures, les cultures ont été centrifugées pendant 15 minutes à 4 000 rpm ; puis le surnageant a été jeté et le culot a été rincé avec 3,0 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS, POCH). Ensuite, la suspension bactérienne a été centrifugée à 4 000 rpm pendant 10 minutes et le culot a été utilisé pour fabriquer la suspension de turbidité MacFarland 0,5, en utilisant du bouillon Mueller-Hinton stérile (MHB, Becton Dickson). Ensuite, 20 μL de chaque suspension ont été placés dans les puits d’une plaque 96 puits en polystyrène, en trois répétitions. Les puits ont été remplis avec 180 μL d’un milieu MHB stérile, créant ainsi une dilution de 10 fois. Un contrôle de stérilité a été réalisé avec 200 μL de milieu MHB en trois répétitions. La culture a été incubée dans une chambre humide à 37°C pendant 24 heures. Ensuite, les solutions ont été retirées et les puits ont été rincés avec de l’eau distillée stérile et laissés à sécher à 37°C. Vingt minutes plus tard, 200 μL de méthanol (POCH) ont été ajoutés dans chaque puits. Les plaques ont été placées sur un agitateur pendant 20 minutes à 400 rpm à température ambiante. Ensuite, le méthanol a été retiré et les plaques ont été laissées à sécher à 37°C pendant 20 minutes. Dans l’étape suivante, 200 μL de cristal violet (CV, POCH) à 0,1 % ont été ajoutés à chaque puits et placés dans un agitateur à 400 rpm pendant 10 minutes à température ambiante. Ensuite, le CV a été éliminé en rinçant soigneusement les puits avec de l’eau jusqu’à ce que les puits de contrôle deviennent incolores. Les plaques ont été laissées pendant 20 minutes à 37°C pour que l’eau s’évapore. Enfin, 200 μL de méthanol ont été ajoutés à chaque puits et laissés sur un agitateur pendant 5 minutes à 400 rpm à température ambiante.
Les lectures d’absorbance ont été effectuées avec un spectrophotomètre à une longueur d’onde de 570 nm, en utilisant les programmes KC4 v3.4 et KC4 Signature. Pour évaluer la formation de biofilms pour chaque souche et le contrôle négatif, la moyenne arithmétique de l’absorbance et l’écart type ont été utilisés. La valeur seuil de l’absorbance () était la preuve de la formation du biofilm et a été définie comme la somme de la moyenne arithmétique du contrôle négatif et une valeur triple de son écart-type . Une valeur inférieure à la somme calculée a été reconnue comme une absence de biofilm. Un biofilm léger a été déterminé lorsque la valeur de la somme était comprise entre et , un biofilm modéré-entre et , et fort pour une valeur supérieure à 4 (Figure 1).
Diversité visuelle de l’intensité de formation du biofilm de Proteus mirabilis.
2.3. Évaluation de l’impact des antibiotiques testés sur le biofilm de Proteus mirabilis
Les biofilms de 12 et 24 heures ont été formés selon la méthodologie donnée. Après avoir retiré le milieu contenant les formes planctoniques, 100 μL de milieu MHB stérile et 100 μL d’antibiotique ont été ajoutés dans chaque puits recouvert du biofilm. Les concentrations d’antibiotique étaient équivalentes à 0,125, 0,25, 0,5 et 1,0 des valeurs CMI, déterminées à l’aide de trois répétitions pour les formes planctoniques des souches testées.
Les plaques ont été placées dans une chambre humide et incubées à 37°C. Après 18 heures, les suspensions cellulaires ont été retirées et le biofilm a été rincé trois fois avec de l’eau distillée stérile. Après cela, les plaques ont été laissées à sécher pendant 20 minutes à 37°C. Ensuite, 100 μL de milieu TSB stérile et 100 μL de solution stérile de TTC à 0,1 % (POCH) ont été ajoutés dans chaque puits.
Les plaques ont été incubées pendant deux heures à 37°C. Ensuite, les suspensions ont été retirées et les plaques ont été rincées trois fois. Cette opération a été suivie par l’ajout de 200 μL de méthanol dans chaque puits. Puis, les plaques ont été placées sur un agitateur pendant 5 minutes à 400 rpm à température ambiante. Les lectures ont été effectuées avec un spectrophotomètre à 470 nm (figure 2).
Evaluation de l’éradication du biofilm de Proteus mirabilis avec les antibiotiques examinés à des concentrations sub-MIC sélectionnées.
2.4. Analyse statistique
L’analyse statistique a été réalisée à l’aide du programme STATISTICA 10 ENG (StatSoft Inc.). La normalité de la distribution a été évaluée. Les différences significatives entre les médianes à , qui dépendaient du stade de formation du biofilm, du type d’antibiotique, de l’origine des échantillons cliniques et de la concentration subinhibitrice de ciprofloxacine ou de ceftazidime et ont été déterminées selon le test de Kruskal-Wallis. Les comparaisons détaillées ont été effectuées en utilisant le test post hoc non paramétrique de Bonferroni.
3. Résultats
3.1. Sensibilité aux antibiotiques
La résistance à la ceftazidime a été déterminée pour 32 (64,0 %) tandis que celle à la ciprofloxacine pour 20 (40,0 %) des souches de P. mirabilis testées. Le nombre de souches résistantes à la ciprofloxacine et à la ceftazidime était plus élevé parmi les souches isolées de l’urine que celles provenant d’écouvillons de plaies (tableau 1).
La recherche menée a déterminé que 11, sur 50 souches de P. mirabilis, étaient résistantes soit à la ciprofloxacine, soit à la ceftazidime, et 16 aux deux antibiotiques (tableau 3). D’autre part, parmi les souches résistantes à la ciprofloxacine, trois étaient sensibles à la ceftazidime, et parmi ces souches résistantes à la ceftazidime, trois étaient également sensibles à la ciprofloxacine.
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3.2. Formation du biofilm
Toutes les souches de P. mirabilis testées ont formé un biofilm. Un biofilm faible a été formé par 12 (24,0%), modéré par 13 (26,0%), et fort par 25 (50,0%) des souches testées (Figure 3). La formation d’un biofilm fort a été confirmée pour 14 (56,0 %) des souches isolées de l’urine et 11 (44,0 %) des souches isolées des écouvillons de plaie (Figure 3). Aucune différence statistiquement significative de formation de biofilms n’a été déterminée en fonction de l’origine des souches.
L’intensité de la formation de biofilms de Proteus mirabilis en fonction de l’origine des souches.
Parmi les 32 souches sensibles à la ciprofloxacine, 16 (50,0%) ont formé un biofilm fort, et sur les 20 souches sensibles à la ceftazidime, 9 (45,0%) souches ont été trouvées pour former un biofilm fort (tableau 4).
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| S : sensible I : intermédiaire R : résistant. |
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3.3. L’impact des concentrations subinhibitrices de la ciprofloxacine et de la ceftazidime sur le biofilm de Proteus mirabilis à 12 et 24 heures
Les résultats obtenus ont permis d’affirmer que la ciprofloxacine et la ceftazidime éradiquent toutes deux le biofilm de P. mirabilis, ce qui reflète la diminution de la médiane d’absorbance avec l’augmentation de la concentration de l’agent antimicrobiologique (Figure 4). L’impact de la maturité du biofilm et du type de matériau, à partir duquel les souches ont été isolées, a été déterminé (Figure 4). Les recherches menées ont permis de déterminer que les deux antibiotiques testés variaient dans leur influence.
Effet de certaines concentrations de sous-inhibition de ciprofloxacine et de ceftazidime sur le biofilm de P. mirabilis de 12 et 24 heures. a, b, c,… : différences statistiquement significatives entre les éléments marqués par des lettres différentes (l’analyse porte sur les deux parties du diagramme).
Les médianes d’absorbance les plus élevées ont été énoncées (0,8029 et 0.4634 pour les souches provenant d’urine, 0,6292 et 0,3407 pour les souches provenant d’écouvillons de plaie) pour la ciprofloxacine que pour la ceftazidime (0,4548 et 0,2753, 0,5236 et 0,3703, respectivement) en utilisant les sous-MIC 0,125 et 0,250 pour traiter le biofilm de 12 heures (Figure 4). Au contraire, en utilisant des valeurs antibiotiques de 0,5 et 1,0 sub-MICs, les résultats étaient inversés. Dans les deux cas, aucune différence statistiquement significative n’a été déterminée (Figure 4).
Dans le cas du biofilm de 24 heures, la ciprofloxacine a été plus efficace dans l’éradication du biofilm que la ceftazidime à toutes les concentrations subinhibitrices testées (Figure 4). Pour les souches isolées de l’urine, la médiane de l’absorbance variait de 0,0269 à 0,1384 relativement à des CMI de 1,0 et 0,250, et pour les souches isolées des écouvillons de plaie, elle variait de 0,0729 à 0,2206 à des CMI de 1,0 et 0,128 de ciprofloxacine (Figure 4). Dans le cas de la ceftazidime, les médianes d’absorbance étaient significativement plus élevées et variaient de 0,3873 à 0,6871 pour les souches isolées de l’urine et de 0,5588 à 1,0616 pour les souches provenant d’écouvillons de plaie, respectivement, à des valeurs CMI de 0,250 et 0,128 (Figure 4). Pour les deux sources d’isolats, une efficacité supérieure statistiquement significative de la ciprofloxacine (par rapport à la ceftazidime) contre le biofilm de P. mirabilis à toutes les concentrations a été affirmée, à l’exclusion de la CMI 0,250 (Figure 4).
Qu’importe la maturité du biofilm et l’origine des souches, les médianes d’absorbance les plus basses ont été remarquées à la concentration égale à 1,0 CMI pour la ciprofloxacine et à 0.250 CMI pour la ceftazidime (Figure 4).
Pour le biofilm de 12 heures à la concentration égale à 0,125 et 0,250 CMI pour la ciprofloxacine, des médianes d’absorbance plus faibles ont été remarquées dans les cas des souches isolées de l’urine (médianes d’absorbance correspondant à 0,8029 et 0,4634) que dans ceux des souches isolées des écouvillons de plaie (médianes d’absorbance correspondant à 0,6292 et 0,3407) (Figure 4). En revanche, pour le 0,5 et le 1,0, les résultats des CMI étaient inversés (figure 4). Aucune différence statistiquement significative n’a été remarquée (Figure 4). Pour le biofilm de 24 heures, des médianes d’absorbance plus faibles, quelle que soit la concentration, ont été déterminées pour les souches isolées de l’urine, ce qui prouve une plus grande sensibilité du biofilm formé à la ciprofloxacine, par rapport aux souches isolées des écouvillons de plaie (Figure 4). Les différences n’étaient pas statistiquement significatives pour la concentration donnée (Figure 4).
Dans le cas de la ceftazidime, une plus grande sensibilité du biofilm a été notée pour les souches isolées de l’urine, indépendamment de la maturité du biofilm et de la concentration de l’antibiotique (Figure 4). Aucune différence statistiquement significative n’a été déterminée pour une concentration subinhibitrice donnée () (Figure 4).
L’utilisation de la ciprofloxacine a entraîné une éradication significativement plus élevée du biofilm de 24 heures par rapport à celui de 12 heures, indépendamment de la concentration de l’antibiotique et de l’origine de l’échantillon (Figure 4). Les médianes d’absorbance déterminées pour le biofilm de 12 heures traité à la ciprofloxacine variaient entre 0,0589 et 0,8029 et pour le biofilm de 24 heures entre 0,0269 et 0,2206, en fonction de la valeur sous-MIC et de l’origine de l’échantillon (Figure 4). Une différence statistiquement significative , causée par la maturité du biofilm, a été déterminée uniquement pour la plus faible concentration de ciprofloxacine, indépendamment de l’origine des souches.
La ceftazidime a éradiqué le biofilm de 12 heures plus efficacement que son homologue de 24 heures, ce qui est reflété par les valeurs médianes d’absorbance (0,2753-0,5236) remarquées pour le biofilm « plus jeune » que par celles du biofilm de 24 heures (0,3873-1,0616) (Figure 4). A la concentration sous-inhibitrice donnée pour les souches isolées de la même source, aucune différence statistiquement significative n’a été déterminée en termes de maturité du biofilm (Figure 4).
4. Discussion
Selon les études présentées, 40,0% des souches de P. mirabilis étaient résistantes à la ciprofloxacine. Ce pourcentage est plus élevé si on le compare aux résultats obtenus par Hernández et al, qui ont indiqué que 16,2% des souches sont résistantes à cette fluoroquinolone. Selon Ko et al, seulement 13,6% des souches de P. mirabilis étaient résistantes à cet antibiotique.
Kanayama et al ont constaté que parmi 46 souches de P. mirabilis BLSE(-), 23,9% étaient résistantes à la ciprofloxacine, tandis que parmi les BLSE(+), la valeur correspondante atteignait 89,3%. Ces résultats correspondent aux données obtenues par Ho et al. qui ont déterminé que parmi les souches de P. mirabilis BLSE(-), 14,0% présentent une résistance à la ciprofloxacine, tandis que la valeur correspondante pour les souches BLSE(+) atteint 76,9%. Par ailleurs, Saito et al. ont obtenu des résultats similaires. Sur 80 des souches de P. mirabilis BLSE(-), 13 (16,0 %) étaient résistantes à la ciprofloxacine. Les résultats de la présente étude confirment la tendance mentionnée ci-dessus. Parmi les souches BLSE(-) et BLSE(+), respectivement 15,4 % et 81,82 % étaient résistantes à la ciprofloxacine. Par rapport à ces chiffres, un pourcentage plus faible de souches résistantes à P. mirabilis a été obtenu par Luzzaro et al. qui étaient de 56,0% pour les BLSE(+) et 2,5% pour les BLSE(-). Les deux, la propre étude et les résultats d’autres auteurs, prouvent une contribution élevée des souches résistantes à la ciprofloxacine parmi celles produisant des bêta-lactamases à spectre étendu.
Les études présentées ont déterminé que les souches isolées de l’urine sont plus résistantes à la ciprofloxacine que celles provenant des écouvillons de la plaie. Ces résultats sont comparables à ceux des travaux d’autres auteurs. Guggenheim et al. ont prouvé que 100% des souches issues d’écouvillons de plaie étaient sensibles à la ciprofloxacine. Yah et al. ont obtenu un pourcentage plus faible (5,2%) de souches de P. mirabilis provenant de frottis de plaie qui étaient résistantes à cet antibiotique. Selon Gales et al, 81,5% des souches de P. mirabilis isolées de l’urine étaient sensibles à la ciprofloxacine. Saito et al. ont montré que parmi 80 souches, 13 étaient résistantes à l’antibiotique mentionné ci-dessus. D’autre part, Wagenlehner et al. ont déterminé que 0 à 11,6 % des souches de Proteus spp. isolées de l’urine, entre 1994 et 2000, présentaient une résistance à la ciprofloxacine.
Les résultats de l’étude présentée ont prouvé que les souches isolées de l’urine étaient plus résistantes à la ceftazidime que leurs homologues issues d’écouvillons de plaies. La faible contribution déterminée des souches sensibles à la ceftazidime est en contradiction avec les résultats de Gales et al , qui ont prouvé que parmi 74 des souches de P. mirabilis isolées de l’urine dans les années 1997-1999, 97,3% étaient sensibles à la ceftazidime et dans l’année 2000, les 27 souches testées isolées de la même source étaient sensibles à l’antibiotique testé. Les résultats obtenus par Lautenbach et al. sont similaires ; parmi les souches de P. mirabilis isolées de l’urine, 91-100% ont été marquées comme sensibles à la ceftazidime. Wagenlehner et al. ont prouvé que 0-4,5% des souches de Proteus spp. isolées de l’urine étaient résistantes à la ceftazidime. Lockhart et al. ont obtenu des résultats similaires, selon lesquels 5,2% des souches isolées de l’urine étaient résistantes. De plus, Anguzu et Olila ont déterminé un pourcentage élevé (87,5%) de souches de P. mirabilis sensibles à la ceftazidime, isolées à partir d’écouvillons de plaies.
Dans la présente étude, nous avons également constaté que la ceftazidime et la ciprofloxacine sub-MIC avaient un impact sur le biofilm de 12 et 24 heures formé par P. mirabilis à quatre concentrations d’antibiotiques, correspondant à des valeurs de 0,125 MIC, 0,25 MIC, 0,5 MIC et 1 MIC. L’absorbance a présenté une corrélation inverse avec la concentration de ciprofloxacine et de ceftazidime dans toutes les sous-CMI testées dans les biofilms de 12 et 24 heures.
Nucleo et al. ont remarqué que les souches de P. mirabilis BLSE(+) présentaient une plus grande capacité à former un biofilm dans une large gamme de son intensité de croissance, par rapport aux souches BLSE(-). Cependant, l’étude présentée n’a pas montré une telle corrélation. Les BLSE(+) et les BLSE(-) ont formé un biofilm à un niveau comparable.
Wasfi et al. ont déterminé l’effet inhibiteur des antibiotiques contre le biofilm. Les influences des sous-CMI de ciprofloxacine, ceftriaxone, nitrofurantoïne et gentamycine ont été testées dans les cas d’adhésion de quatre souches de P. mirabilis. Il a été prouvé que la CMI 0,5 de tous les antibiotiques testés réduit la formation de biofilms et que la déplétion représentait 85,0 % à 90,0 %. La ciprofloxacine a présenté le plus haut niveau de réduction : de 64,0 % à 93,0 % à 0,5 CMI et de 28,0 % à 91,0 % à 0,25 CMI .
Nucleo et al. ont prouvé l’influence inductive des antibiotiques sur la capacité de formation de biofilms. Ils ont déterminé qu’une augmentation des concentrations d’imipénème et de tazobactam entraîne une augmentation de la formation de biofilm dans l’ensemble des 10 souches de P. mirabilis testées. La plus forte augmentation de la formation de biofilm a été déterminée à 0,25 CMI pour la plupart des souches, et une seule a présenté la croissance de biofilm la plus intensive à 0,125 CMI.
Dans la littérature actuelle, il y a un manque d’informations sur l’impact des antibiotiques sur le biofilm de P. mirabilis à un stade de maturité différent. Dans l’étude actuelle, il a été constaté que la ciprofloxacine, indépendamment de sa concentration et de l’origine de la souche, éradiquait les cellules formant le biofilm plus efficacement dans le cas du biofilm de 24 heures par rapport à celui de 12 heures. La ceftazidime a présenté une efficacité d’élimination du biofilm plus élevée pour la contrepartie de 12 heures.
5. Conclusions
La connaissance de la concentration antibiotique sub-MIC pour les micro-organismes formant un biofilm peut être utile pour une antibiothérapie rationnelle. Les résultats présentés, et ceux d’autres auteurs, prouvent que différents microorganismes présentent des réactions diverses aux concentrations sub-inhibitrices de divers antibiotiques. Au cours d’une antibiothérapie, une partie des microorganismes est affectée par des doses sub-inhibitrices de médicaments. Une connaissance détaillée de leur impact sur le biofilm formé par divers micro-organismes, ainsi que les indicateurs pharmacodynamiques des médicaments, peuvent être utiles pour traiter les infections causées par le biofilm. Par conséquent, des recherches supplémentaires pour déterminer les interactions entre le biofilm et les agents biocides sont justifiées et nécessaires.
La recherche menée a prouvé que l’efficacité des antibiotiques contre le biofilm de P. mirabilis dépend de sa maturité et de l’origine des souches. De plus, une concentration de ceftazidime nettement inférieure à la CMI recommandée peut être la plus utile pour l’éradication du biofilm. Dans la plupart des concentrations testées, la ciprofloxacine était plus efficace que la ceftazidime contre le biofilm de P. mirabilis.
Conflit d’intérêts
Les auteurs ne signalent aucun conflit d’intérêts potentiel.
Reconnaissance
Cette recherche a été soutenue financièrement par l’Université Nicolaus Copernicus avec des fonds provenant du maintien du potentiel de recherche du département de microbiologie.