La valutazione della suscettibilità di Proteus mirabilis alla ceftazidima e alla ciprofloxacina e l’impatto di questi antibiotici a concentrazioni subinibitorie sui biofilm di Proteus mirabilis
Abstract
I biofilm del genere Proteus sono comunemente isolati dai pazienti, specialmente dai tratti urinari dei pazienti cateterizzati. Le infezioni associate ai biomateriali sono ostacoli terapeutici cruciali, a causa della resistenza battericida del biofilm. Lo scopo di questo studio era di valutare la suscettibilità delle forme planctoniche di P. mirabilis alla ciprofloxacina e alla ceftazidima, la capacità di formare biofilm e l’impatto di concentrazioni sub-MIC scelte di questi antibiotici sul biofilm in diverse fasi della sua formazione. La ricerca ha incluso 50 ceppi di P. mirabilis isolati da ferite e dal tratto urinario di pazienti dell’ospedale universitario n. 1 di Bydgoszcz. La valutazione della suscettibilità alla ciprofloxacina e alla ceftazidima è stata condotta utilizzando metodi micrometrici. L’impatto delle concentrazioni sub-MIC degli antibiotici scelti sul biofilm è stato misurato con il metodo TTC. La resistenza alla ciprofloxacina è stata confermata per 20 ceppi (40,0%) mentre alla ceftazidima per 32 (64,0%) dei ceppi di P. mirabilis testati. Tutti i ceppi testati hanno formato biofilm: 24,0% debolmente, 26,0% moderatamente e 50,0% fortemente. È stato determinato che la ciprofloxacina e la ceftazidima hanno causato lo sradicamento del biofilm. Inoltre, è stata dimostrata la connessione tra origine dei ceppi, livello di maturità del biofilm e resistenza agli antibiotici.
1. Introduzione
P. mirabilis è il terzo patogeno più comunemente isolato (dopo Escherichia coli e Klebsiella pneumoniae) delle infezioni del tratto urinario. Si tratta per lo più di infezioni ascendenti, più comuni tra i pazienti con malformazioni anatomiche o fisiologiche del tratto urinario, così come tra i pazienti cateterizzati o a causa di errori nelle cure mediche.
I batteri di questo genere possono causare infezioni del sistema respiratorio, ferite, ossa, articolazioni, tratto digestivo, e così pure, meningite o batteriemia.
Gli ostacoli terapeutici durante il trattamento di P. mirabilis possono essere legati alla sua capacità di formare biofilm. Il biofilm è una formazione di microrganismi comunicanti, che aderiscono a certe superfici e alle cellule vicine, ricoperte da una matrice extracellulare. Può essere costituito da una o più specie. Il biofilm è stato descritto per la prima volta nel 17° secolo da Antonie van Leeuwenhoek, che ha osservato i batteri dalle piastre dentali utilizzando un microscopio ottico.
La capacità di formare biofilm favorisce lo sviluppo e la persistenza di infezioni legate all’uso di biomateriali come cateteri vascolari e urinari, stent ureterali o prostatici, impianti di peni e testicoli, valvole cardiache o protesi tracheali.
I batteri che vivono nel biofilm hanno un comportamento diverso rispetto alle loro forme planctoniche; inoltre, si alterano fenotipicamente. La diversa suscettibilità agli antibiotici delle cellule che formano il biofilm rispetto alle loro forme planctoniche è il principale problema terapeutico. La resistenza agli antibiotici del biofilm può essere causata da vari meccanismi coesistenti, come il muco e il glicocalice, che riducono la distribuzione degli antibiotici negli strati più profondi del biofilm. Questi batteri possono anche cambiare la loro trascrizione e attivare i geni responsabili della resistenza agli antibiotici. A causa della vicinanza delle cellule, il trasferimento di informazioni genetiche è maggiore, anche tra specie o generi diversi. Questo tipo di informazione può essere trasferita attraverso plasmidi che codificano i fattori di virulenza e i meccanismi di resistenza agli antibiotici. Inoltre, le cellule che formano il biofilm hanno la capacità di comunicare attraverso il quorum sensing (QS). Questo permette il trasferimento di informazioni legate alla resistenza degli agenti biocidi e ai meccanismi della loro attivazione.
La presenza di antibiotici nell’ambiente dei microrganismi può inoltre alterare il loro genotipo e fenotipo. Durante la terapia antibiotica, i microrganismi sono colpiti soprattutto da concentrazioni inferiori alla concentrazione minima inibitoria (MIC), chiamata concentrazione subinibitoria MIC (sub-MIC). Gli antibiotici a questa concentrazione non hanno effetti letali, ma possono causare la differenziazione della superficie dei batteri e indurre modifiche delle funzioni cellulari come l’adesione, l’idrofobicità della superficie e la mobilità dei batteri e anche interferire con le interazioni tra ospite e batteri, come la fagocitosi o la produzione di specie reattive dell’ossigeno da parte dei fagociti.
Lo scopo di questo studio era la valutazione in vitro della suscettibilità delle forme planctoniche di P. mirabilis a ceftazidime e ciprofloxacina, la determinazione della capacità di formare biofilm tra questi ceppi e la valutazione dell’impatto degli antibiotici scelti sul biofilm in diverse fasi della sua formazione.
2. Materiali e metodi
In questo studio sono stati usati cinquanta ceppi di P. mirabilis. Sono stati isolati dalle urine (25; 50,0%) e dai tamponi delle ferite (25; 50,0%) e provengono da 19 donne (38,0%) e 31 uomini (62,0%) trattati nelle cliniche del Dr. Antoni Jurasz, Ospedale Universitario No. 1 di Bydgoszcz (SU1). L’identificazione dei ceppi è stata condotta utilizzando uno dei seguenti test: API 20E/ID32E (BioMerieux) e carte VITEK GN (BioMerieux) secondo le raccomandazioni dei produttori.
I ceppi sono stati conservati in un’infusione cerebrale (BHI, Becton Dickinson) con il 20,0% di glicerolo (POCH) a -70°C. Per gli usi attuali, i ceppi sono stati conservati in agar cisteina-triptose (CTA; Becton Dickinson) per un massimo di quattro settimane.
2.1. Valutazione della MIC per le forme planctoniche
La valutazione della concentrazione minima inibitoria (MIC) della ciprofloxacina (Sigma Aldrich) e della ceftazidima (Sigma Aldrich) è stata condotta utilizzando il micrometodo secondo le raccomandazioni EUCAST.
Il meccanismo di resistenza ESBL è stato determinato con il metodo di diffusione a dischi, utilizzando due dischi, secondo le raccomandazioni del Centro Nazionale di Riferimento per la Suscettibilità Antimicrobica in Polonia.
2.2. Formazione di biofilm
I ceppi di P. mirabilis testati sono stati propagati su un terreno cistino-lattosio-elettrolitico carente (CLED, Becton Dickinson) mentre i ceppi di riferimento di Staphylococcus aureus 209P e Escherichia coli 35218 sono stati ottenuti dalla American Type Culture Collection (ATCC), su agar sangue di pecora al 5,0% (Becton Dickinson). I ceppi sono stati coltivati a 37°C per 18 ore. Successivamente, le singole colonie sono state inoculate in tryptic soy bullion (TSB, Bio-Rad) a 37°C. Dopo 18 ore, le colture sono state centrifugate per 15 minuti a 4 000 rpm; poi il surnatante è stato scartato e il pellet è stato risciacquato con 3,0 mL di soluzione salina tampone fosfato (PBS, POCH). Successivamente, la sospensione batterica è stata centrifugata a 4 000 rpm per 10 minuti e il pellet è stato utilizzato per fare la sospensione di 0,5 MacFarland torbidità, utilizzando sterile Mueller-Hinton bouillon (MHB, Becton Dickson). Poi, 20 μL di ogni sospensione sono stati messi nei pozzetti della piastra di polistirolo a 96 pozzetti, in tre ripetizioni. I pozzetti sono stati riempiti con 180 μL di un mezzo MHB sterile, creando una diluizione di 10 volte. Un controllo di sterilità è stato fatto con 200 μL di terreno MHB in tre ripetizioni. La cultura è stata incubata in una camera umida a 37°C per 24 ore. Poi, le soluzioni sono state rimosse e i pozzetti sciacquati con acqua distillata sterile e lasciati asciugare a 37°C. Venti minuti dopo, 200 μL di metanolo (POCH) sono stati aggiunti ad ogni pozzetto. Le piastre sono state messe su un agitatore per 20 minuti a 400 rpm a temperatura ambiente. Successivamente, il metanolo è stato rimosso e le piastre sono state lasciate asciugare a 37°C per 20 minuti. Nella fase successiva, 200 μL di 0,1% di cristalvioletto (CV, POCH) sono stati aggiunti a ciascun pozzetto e posti in un agitatore a 400 giri al minuto per 10 minuti a temperatura ambiente. Successivamente, il CV è stato rimosso sciacquando accuratamente i pozzetti con acqua fino a quando i pozzetti di controllo sono diventati incolori. Le piastre sono state lasciate per 20 minuti a 37°C per far evaporare l’acqua. Infine, 200 μL di metanolo sono stati aggiunti ad ogni pozzetto e lasciati su un agitatore per 5 minuti a 400 rpm a temperatura ambiente.
Le letture dell’assorbanza sono state condotte con uno spettrofotometro ad una lunghezza d’onda di 570 nm, utilizzando i programmi KC4 v3.4 e KC4 Signature. Per valutare la formazione di biofilm per ogni ceppo e controllo negativo, sono stati utilizzati la media aritmetica dell’assorbanza e la deviazione standard. Il valore di soglia dell’assorbanza () era la prova della formazione del biofilm ed era definito come la somma della media aritmetica del controllo negativo e un valore triplo della sua deviazione standard. Un valore inferiore alla somma calcolata è stato riconosciuto come mancanza di biofilm. Il biofilm lieve è stato determinato quando il valore della somma era tra e , biofilm moderato-tra e , e forte per un valore superiore a 4 (Figura 1).
Diversità visiva dell’intensità di formazione del biofilm di Proteus mirabilis.
2.3. Valutazione dell’impatto degli antibiotici testati sul biofilm di Proteus mirabilis
I biofilm di 12 e 24 ore sono stati formati secondo la metodologia indicata. Dopo aver rimosso il mezzo contenente le forme planctoniche, sono stati aggiunti 100 μL di mezzo MHB sterile e 100 μL di antibiotico ad ogni pozzetto rivestito con il biofilm. Le concentrazioni di antibiotico erano equivalenti a 0,125, 0,25, 0,5, e 1,0 dei valori MIC, determinati utilizzando tre ripetizioni per le forme planctoniche dei ceppi testati.
Le piastre sono state poste in una camera umida e incubate a 37°C. Dopo 18 ore le sospensioni cellulari sono state rimosse e il biofilm è stato risciacquato tre volte con acqua distillata sterile. Dopo di che, le piastre sono state lasciate asciugare per 20 minuti a 37°C. Successivamente, sono stati aggiunti ad ogni pozzetto 100 μL di terreno TSB sterile e 100 μL di soluzione sterile di TTC allo 0,1% (POCH).
Le piastre sono state incubate per due ore a 37°C. Poi, le sospensioni sono state rimosse e le piastre sciacquate tre volte. Questo è stato seguito dall’aggiunta di 200 μL di metanolo ad ogni pozzetto. Poi, le piastre sono state messe sull’agitatore per 5 minuti a 400 rpm a temperatura ambiente. Le letture sono state effettuate con uno spettrofotometro a 470 nm (Figura 2).
Valutazione dell’eradicazione del biofilm di Proteus mirabilis con gli antibiotici esaminati in concentrazioni sub-MIC selezionate.
2.4. Analisi statistica
L’analisi statistica è stata condotta utilizzando il programma STATISTICA 10 ENG (StatSoft Inc.). È stata valutata la normalità della distribuzione. Le differenze significative tra le mediane a , che dipendevano dallo stadio di formazione del biofilm, dal tipo di antibiotico, dall’origine dei campioni clinici e dalla concentrazione subinibitoria di ciprofloxacina o ceftazidima e sono state determinate secondo il test di Kruskal-Wallis. I confronti dettagliati sono stati condotti utilizzando il test post hoc non parametrico di Bonferroni.
3. Risultati
3.1. Suscettibilità agli antibiotici
La resistenza alla ceftazidima è stata determinata per 32 (64,0%) mentre alla ciprofloxacina per 20 (40,0%) dei ceppi di P. mirabilis testati. Il numero di ceppi resistenti alla ciprofloxacina e alla ceftazidima era più alto tra i ceppi isolati dalle urine rispetto a quelli dai tamponi delle ferite (Tabella 1).
La ricerca condotta ha determinato che 11, su 50 ceppi di P. mirabilis, erano resistenti o alla ciprofloxacina o alla ceftazidima, e 16 a entrambi gli antibiotici (Tabella 3). D’altra parte, tra i ceppi resistenti alla ciprofloxacina, tre erano suscettibili alla ceftazidima, e tra quei ceppi resistenti alla ceftazidima, tre erano anche suscettibili alla ciprofloxacina.
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3.2. Formazione di biofilm
Tutti i ceppi di P. mirabilis testati hanno formato biofilm. Un biofilm debole è stato formato da 12 (24,0%), moderato da 13 (26,0%), e forte da 25 (50,0%) dei ceppi testati (Figura 3). La formazione di biofilm forte è stata confermata per 14 (56,0%) ceppi isolati dalle urine e 11 (44,0%) per i ceppi isolati dai tamponi delle ferite (Figura 3). Nessuna differenza statisticamente significativa di formazione di biofilm è stata determinata in termini di origine dei ceppi.
L’intensità della formazione di biofilm di Proteus mirabilis in base all’origine dei ceppi.
Tra i 32 ceppi suscettibili alla ciprofloxacina, 16 (50,0%) hanno formato un forte biofilm, e su 20 ceppi sensibili alla ceftazidima, 9 (45,0%) hanno formato un forte biofilm (tabella 4).
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| S: suscettibile I: intermedio R: resistente. |
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3.3. L’impatto delle concentrazioni subinibitorie di ciprofloxacina e ceftazidima sul biofilm di Proteus mirabilis a 12 e 24 ore
I risultati ottenuti hanno portato all’affermazione che sia la ciprofloxacina che la ceftazidima sradicano il biofilm di P. mirabilis, che riflette la diminuzione della mediana di assorbanza con l’aumento della concentrazione dell’agente antimicrobico (Figura 4). L’impatto della maturità del biofilm e il tipo di materiale da cui sono stati isolati i ceppi sono stati determinati (Figura 4). La ricerca condotta ha determinato che entrambi gli antibiotici testati variano nella loro influenza.
Effetto di concentrazioni selezionate di subinibizione di ciprofloxacina e ceftazidima sul biofilm di P. mirabilis a 12 e 24 ore. a, b, c,…: differenze statisticamente significative tra gli elementi contrassegnati con lettere diverse (l’analisi copre entrambe le parti del diagramma).
Le mediane di assorbanza più alte sono state indicate (0,8029 e 0.4634 per i ceppi dalle urine, 0.6292 e 0.3407 per i ceppi dai tamponi della ferita) per la ciprofloxacina che per la ceftazidima (0.4548 e 0.2753, 0.5236 e 0.3703, rispettivamente) usando 0.125 e 0.250 sub-MIC per trattare il biofilm di 12 ore (Figura 4). Al contrario, utilizzando 0,5 e 1,0 sub-MICs valori antibiotici, i risultati sono stati invertiti. In entrambi i casi non sono state determinate differenze statisticamente significative (Figura 4).
Nel caso del biofilm di 24 ore, la ciprofloxacina è stata più efficace nell’eliminazione del biofilm rispetto alla ceftazidima a tutte le concentrazioni subinibitorie testate (Figura 4). Per i ceppi isolati dalle urine, la mediana di assorbanza variava da 0,0269 a 0,1384 relativamente per 1,0 e 0,250 MIC, e per i ceppi isolati dai tamponi delle ferite variava da 0,0729 a 0,2206 a 1,0 e 0,128 MIC di ciprofloxacina (Figura 4). Nel caso della ceftazidima, le mediane di assorbanza erano significativamente più alte e variavano da 0,3873 a 0,6871 per i ceppi isolati dalle urine e da 0,5588 a 1,0616 per i ceppi derivati dai tamponi delle ferite, corrispondentemente, ai valori MIC 0,250 e 0,128 (Figura 4). Per entrambe le fonti di isolati, si è affermata un’efficacia statisticamente significativa maggiore della ciprofloxacina (rispetto alla ceftazidima) contro il biofilm di P. mirabilis in tutte le concentrazioni, escludendo 0,250 MIC (Figura 4).
A prescindere dalla maturità del biofilm e dall’origine dei ceppi, le mediane di assorbanza più basse sono state notate alla concentrazione pari a 1,0 MIC per la ciprofloxacina e 0.250 MIC per la ceftazidima (Figura 4).
Per il biofilm di 12 ore alla concentrazione di ciprofloxacina 0,125 e 0,250 MIC, sono state notate mediane di assorbanza più basse nei casi di ceppi isolati dalle urine (le mediane di assorbanza erano corrispondentemente 0,8029 e 0,4634) che in quelli dei ceppi isolati dai tamponi della ferita (le mediane di assorbanza erano corrispondentemente 0,6292 e 0,3407) (Figura 4). Al contrario, per lo 0,5 e l’1,0, i risultati della MIC erano invertiti (Figura 4). Non sono state notate differenze statisticamente significative (Figura 4). Per il biofilm di 24 ore, le mediane di assorbanza più basse, indipendentemente dalla concentrazione, sono state determinate per i ceppi isolati dalle urine, il che dimostra una maggiore suscettibilità del biofilm formato alla ciprofloxacina, rispetto ai ceppi isolati dai tamponi delle ferite (Figura 4). Le differenze non erano statisticamente significative alla concentrazione data (Figura 4).
Nel caso della ceftazidima, una maggiore suscettibilità del biofilm è stata notata per i ceppi isolati dalle urine, indipendentemente dalla maturità del biofilm e dalla concentrazione dell’antibiotico (Figura 4). Nessuna differenza statisticamente significativa è stata determinata per la concentrazione subinibitoria data () (Figura 4).
L’uso della ciprofloxacina ha causato un’eradicazione significativamente maggiore del biofilm di 24 ore rispetto a quello di 12 ore, indipendentemente dalla concentrazione di antibiotico e dall’origine del campione (Figura 4). Le mediane di assorbanza determinate per il biofilm di 12 ore trattato con ciprofloxacina variavano tra 0,0589 e 0,8029 e per il biofilm di 24 ore tra 0,0269 e 0,2206, a seconda del valore sub-MIC e dell’origine del campione (Figura 4). La differenza statisticamente significativa, causata dalla maturità del biofilm, è stata determinata solo per la concentrazione più bassa di ciprofloxacina, indipendentemente dall’origine dei ceppi.
La ceftazidima ha sradicato il biofilm di 12 ore in modo più efficiente rispetto alla controparte di 24 ore, il che si riflette nei valori mediani di assorbanza (0,2753-0,5236) rilevati per il biofilm più “giovane” rispetto a quelli di quello di 24 ore (0,3873-1,0616) (Figura 4). Alla concentrazione sub-inibitoria data per i ceppi isolati dalla stessa fonte, non sono state determinate differenze statisticamente significative in termini di maturità del biofilm (Figura 4).
4. Discussione
Secondo gli studi presentati, il 40,0% dei ceppi di P. mirabilis erano resistenti alla ciprofloxacina. Questa percentuale è più alta rispetto ai risultati ottenuti da Hernández et al. che indicano che il 16,2% dei ceppi sono resistenti a questo fluorochinolone. Secondo Ko et al. , solo il 13,6% dei ceppi di P. mirabilis erano resistenti a questo antibiotico.
Kanayama et al. hanno trovato che tra 46 ceppi di P. mirabilis ESBL(-), il 23,9% era resistente alla ciprofloxacina, mentre tra ESBL(+), il valore corrispondente raggiungeva l’89,3%. Questi risultati corrispondono ai dati ottenuti da Ho et al. , che hanno determinato che tra i ceppi di P. mirabilis ESBL(-), il 14,0% mostra resistenza alla ciprofloxacina, mentre il valore corrispondente per i ceppi ESBL(+) raggiunge il 76,9%. Inoltre, Saito et al. hanno ottenuto risultati simili. Da 80 dei ceppi ESBL(-) di P. mirabilis, 13 (16,0%) erano resistenti alla ciprofloxacina. I risultati della ricerca attuale confermano la tendenza menzionata sopra. Tra i ceppi ESBL(-) e ESBL(+), il 15,4% e l’81,82% erano resistenti alla ciprofloxacina. Rispetto a questi numeri, una percentuale più bassa di ceppi resistenti a P. mirabilis è stata ottenuta da Luzzaro et al. , che erano 56,0% per ESBL(+) e 2,5% per ESBL(-). Sia il proprio studio che i risultati di altri autori dimostrano un alto contributo di ceppi resistenti alla ciprofloxacina tra quelli che producono beta-lattamasi a spettro esteso.
Gli studi presentati hanno determinato che i ceppi isolati dalle urine sono più resistenti alla ciprofloxacina di quelli dai tamponi delle ferite. Questi risultati sono paragonabili a quelli dei lavori di altri autori. Guggenheim et al. hanno dimostrato che il 100% dei ceppi derivati dai tamponi delle ferite erano suscettibili alla ciprofloxacina. Yah et al. hanno ottenuto una percentuale inferiore (5,2%) di ceppi di P. mirabilis da strisci di ferite che erano resistenti a questo antibiotico. Secondo Gales et al. l’81,5% dei ceppi di P. mirabilis isolati dalle urine erano suscettibili alla ciprofloxacina. Saito et al. hanno mostrato che tra 80 ceppi, 13 erano resistenti all’antibiotico sopra menzionato. D’altra parte, Wagenlehner et al. hanno determinato che dallo 0 all’11,6% dei ceppi di Proteus spp. isolati dalle urine, tra il 1994 e il 2000, presentavano resistenza alla ciprofloxacina.
I risultati dello studio presentato hanno dimostrato che i ceppi isolati dalle urine erano più resistenti alla ceftazidima rispetto ai loro omologhi derivati dai tamponi delle ferite. Il basso contributo determinato di ceppi sensibili alla ceftazidima è in conflitto con i risultati di Gales et al. che hanno dimostrato che tra 74 ceppi di P. mirabilis isolati dalle urine negli anni 1997-1999, il 97,3% era suscettibile alla ceftazidima e nell’anno 2000, tutti i 27 ceppi testati isolati dalla stessa fonte erano suscettibili all’antibiotico testato. I risultati ottenuti da Lautenbach et al. sono simili; dei ceppi di P. mirabilis isolati dall’urina il 91-100% sono stati contrassegnati come suscettibili alla ceftazidima. Wagenlehner et al. hanno dimostrato che lo 0-4,5% dei ceppi di Proteus spp. isolati dalle urine erano resistenti alla ceftazidima. Lockhart et al. hanno ottenuto risultati simili, secondo i quali il 5,2% dei ceppi isolati dalle urine erano resistenti. Inoltre, Anguzu e Olila hanno determinato un’alta percentuale (87,5%) di ceppi di P. mirabilis sensibili alla ceftazidima isolati da tamponi di ferite.
Nello studio attuale abbiamo anche trovato che la ceftazidima e la ciprofloxacina sub-MIC hanno avuto un impatto sul biofilm di 12 e 24 ore formato da P. mirabilis a quattro concentrazioni di antibiotico, corrispondenti ai valori 0,125 MIC, 0,25 MIC, 0,5 MIC e 1 MIC. L’assorbanza ha mostrato una correlazione inversa con la concentrazione di ciprofloxacina e ceftazidima in tutti i sub-MIC testati in entrambi i biofilm di 12 e 24 ore.
Nucleo et al. hanno notato che i ceppi ESBL(+) P. mirabilis hanno mostrato una maggiore capacità di formare biofilm in un ampio intervallo di intensità di crescita, rispetto ai ceppi ESBL(-). Tuttavia, lo studio presentato non ha mostrato tale correlazione. Sia le ESBL(+) che le ESBL(-) hanno formato il biofilm a un livello comparabile.
Wasfi et al. hanno determinato l’effetto inibitorio degli antibiotici contro il biofilm. Le influenze di ciprofloxacina, ceftriaxone, nitrofurantoina e gentamicina sub-MIC sono state testate nei casi di adesione di quattro ceppi di P. mirabilis. È stato dimostrato che 0,5 MIC di tutti gli antibiotici testati riduce la formazione di biofilm e che l’impoverimento ha rappresentato dall’85,0% al 90,0%. La ciprofloxacina ha mostrato il più alto livello di riduzione: dal 64,0% al 93,0% a 0,5 MIC e dal 28,0% al 91,0% a 0,25 MIC.
Nucleo et al. hanno dimostrato l’influenza induttiva degli antibiotici sulla capacità di formare biofilm. Hanno determinato che un aumento delle concentrazioni di imipenem e tazobactam porta ad aumentare la formazione di biofilm in tutti i 10 ceppi di P. mirabilis testati. Il più alto aumento della formazione del biofilm è stato determinato a 0,25 MIC per la maggior parte dei ceppi, e solo uno ha esibito la crescita più intensa del biofilm a 0,125 MIC.
Nella letteratura attuale c’è una mancanza di informazioni sull’impatto degli antibiotici sul biofilm di P. mirabilis in un diverso stadio di maturità. Nello studio attuale è stato trovato che la ciprofloxacina, indipendentemente dalla sua concentrazione e dall’origine del ceppo, ha sradicato le cellule formanti il biofilm in modo più efficiente nel caso del biofilm di 24 ore rispetto a quello di 12 ore. La ceftazidima ha mostrato un’efficacia eliminatoria del biofilm più alta per la controparte di 12 ore.
5. Conclusioni
La conoscenza della concentrazione di antibiotici sub-MIC per i microrganismi che formano biofilm può essere utile per una terapia antibiotica razionale. I risultati presentati, e quelli di altri autori, dimostrano che diversi microrganismi mostrano un feedback diverso a concentrazioni sub-inibitorie di vari antibiotici. Durante la terapia antibiotica, una parte dei microrganismi è colpita da dosi sub-inibitorie di farmaci. La conoscenza dettagliata del loro impatto sul biofilm formato da vari microrganismi, e anche degli indicatori farmacodinamici dei farmaci, può essere utile per trattare le infezioni causate dal biofilm. Quindi, ulteriori ricerche per determinare le interazioni tra il biofilm e gli agenti biocidi sono giustificate e necessarie.
La ricerca condotta ha dimostrato che l’efficacia degli antibiotici contro il biofilm di P. mirabilis dipende dalla sua maturità e dall’origine dei ceppi. Inoltre, una concentrazione di ceftazidima significativamente inferiore alla MIC raccomandata può essere la più utile per l’eliminazione del biofilm. Nella maggior parte delle concentrazioni testate, la ciprofloxacina è stata più efficace della ceftazidima contro il biofilm di P. mirabilis.
Conflitto di interessi
Gli autori non riportano alcun potenziale conflitto di interessi.
Riconoscimento
Questa ricerca è stata sostenuta finanziariamente dall’Università Nicolaus Copernicus con fondi provenienti dal mantenimento del potenziale di ricerca del Dipartimento di Microbiologia.